Diagnóstico microbiológico en lavado broncoalveolar. Revisión de la literatura
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Artículo de revisión Diagnóstico microbiológico en lavado broncoalveolar. Revisión de la literatura Microbiological diagnosis in bronchoalveolar lavage. Literature review Carlos Manuel Alzate-Rincón1, Natalia Loaiza-Díaz2 , Yudy Aguilar3 Resumen. El lavado broncoalveolar (LBA) se describió hace aproximadamente 50 años, y desde ese momento se ha venido empleando cada vez con más frecuencia, llegando a ser uno de los métodos de elección para hacer el diagnóstico micro- biológico de las infecciones respiratorias bajas, pues facilita la identificación de patógenos oportunistas y no oportunistas. Su uso se incrementó paralelamente con el número de pacientes inmunocomprometidos, sobre todo a causa del SIDA y los trasplantes, situaciones en las que con frecuencia los pacientes padecen in- fecciones pulmonares por gérmenes oportunistas. El LBA es un procedimiento seguro que permite obtener muestras que aportan información amplia de las ca- racterísticas celulares y microbiológicas del tracto respiratorio inferior. Para garan- tizar su utilidad es fundamental que la recolección, transporte, almacenamiento y procesamiento de las muestras sean óptimos. El análisis de las muestras se hace por técnicas convencionales para identificación de microorganismos, como son las tinciones y el aislamiento en medios de cultivo, y por otros métodos tales como la inmunofluorescencia, pruebas inmunológicas para la detección de antígenos y anticuerpos, y pruebas de biología molecular. En la presente revisión, se hace una actualización sobre el procedimiento de obtención, almacenamiento y transporte de las muestras de LBA, así como de las técnicas de diagnóstico microbiológico más utilizadas para identificar los principales agentes infecciosos asociados con enfermedades del tracto respiratorio inferior. Palabras clave: lavado broncoalveolar, diagnóstico, microorganismos, infecciones bacterianas y micosis, micobacterias, colorantes, infecciones respiratorias. ¹ Estudiante de Microbiología y Bioanálisis, Universidad de Antioquia. Medellín, Colombia. E-mail: carlosmalzate1@gmail.com. ² Médica, Especialista en Microbiología y Parasitología. Jefe de Patología Clínica, Laboratorio Clínico Hematológico. Mede- llín, Colombia. ³ Bacterióloga y Laboratorista Clínica. Grupo Investigador de Problemas en Enfermedades Infecciosas (GRIPE), Facultad de Medicina, Universidad de Antioquia. Clínica Universitaria Bolivariana, Universidad Pontificia Bolivariana. Medellín, Colombia. Conflicto de interés: los autores declaran que no tienen conflicto de interés. Medicina & Laboratorio 2021;25:675-693. https://doi.org/10.36384/01232576.523. Recibido el 18 de mayo de 2021; aceptado el 11 de septiembre de 2021. Editora Médica Colombiana S.A., 2021©. Volumen 25, Número 4, 2021 675
Alzate-Rincón CM, Loaiza-Díaz N, Aguilar Y Abstract. Bronchoalveolar lavage (BAL) was described approximately 50 years ago and since then it has been used with increasing frequency, becoming one of the methods of choice for making the microbiological diagnosis of lower respiratory infections, as it facilitates the identification of opportunistic and non-opportunistic pathogens. Its use increased in parallel with the number of immunocompromised patients, especially due to AIDS and transplantation, situations in which patients frequently suffer from lung infections due to opportunistic germs. BAL is a safe pro- cedure that allows obtaining samples that provide comprehensive information on the cellular and microbiological characteristics of the lower respiratory tract. Opti- mal collection, transport, storage and processing of samples is essential to guaran- tee its usefulness. Analysis of the samples is done both by conventional techniques for the identification of microorganisms, such as staining and isolation in culture media, as well as by other methods such as immunofluorescence, immunological tests for the detection of antigens and antibodies, and molecular biology assays. In this review, an update in presented on the procedure for obtaining, storing and transporting BAL samples, as well as on the most widely used microbiological di- agnostic techniques to identify the main infectious agents associated with lower respiratory tract diseases. Keywords: bronchoalveolar lavage, diagnosis, microorganisms, bacterial infec- tions and mycoses, mycobacteria, staining, respiratory infections. Introducción al estado inmunológico del pacien- te, la sospecha clínica, la afectación El lavado broncoalveolar (LBA) es un pulmonar, el procedimiento de toma, procedimiento invasivo, de fibrobron- transporte y almacenamiento de la coscopia, bien tolerado en la mayoría muestra, el patógeno causante de la de los pacientes, que fue popularizado infección y la técnica usada para su en 1974 por los médicos estadouni- detección [2]. Encontrar el patógeno denses Reynolds y Newban [1], debido involucrado en la infección, apoya el a su utilidad para definir el diagnóstico uso adecuado de antibióticos, dismi- de enfermedades del tracto respirato- nuyendo el riesgo de eventos tóxicos rio inferior, tanto infecciosas como in- por medicamentos, y los fallos tera- tersticiales y tumorales, ya que permite péuticos debidos a la presencia de obtener una muestra con adecuada mecanismos de resistencia en los mi- representatividad celular, bioquímica y croorganismos [3]. de microorganismos, para su posterior análisis en el laboratorio [2]. Este pro- El objetivo de esta revisión es descri- cedimiento ha cobrado importancia en bir el procedimiento de obtención, las últimas décadas, debido al incre- almacenamiento y transporte de mento de las patologías pulmonares muestras de LBA, así como las prin- en pacientes inmunocomprometidos. cipales técnicas disponibles para el diagnóstico microbiológico de los La sensibilidad y especificidad diag- agentes infecciosos frecuentemente nóstica del LBA pueden acercarse al asociados con enfermedad del tracto 100%, sin embargo, varían de acuerdo respiratorio inferior. 676 Volumen 25, Número 4, 2021
Diagnóstico microbiológico en lavado broncoalveolar. Revisión de la literatura Broncoscopio La muestra flexible El LBA es una muestra del tracto respi- ratorio bajo, que implica la instilación de solución salina estéril y su posterior Jeringa con extracción, en uno o varios segmentos solución salina pulmonares. El procedimiento para to- mar esta muestra es invasivo, y se lleva a cabo con ayuda de un fibrobroncosco- pio, que se ubica en los bronquios sub- segmentales, seleccionados de acuerdo con los hallazgos imagenológicos del paciente. Una vez ubicado el sitio, se ins- tilan entre 150 mL y 200 mL de solución salina isotónica (0,9%) estéril a tempera- Recipiente recolector tura ambiente, en fracciones de 20 mL a del LBA 50 mL en adultos. En los niños, algunos autores recomiendan de 10 mL a 20 mL independiente de la edad y tamaño del niño, pero hay otros que sugieren instilar Figura 1. Procedimiento de lavado bron- 1 mL a 3 mL/kg, y si pesa más de 50 kg, coalveolar. hacer 3 instilaciones de 50 mL [2]. Después de cada instilación, se debe aspirar con una presión suave de 20 cm los signos vitales y la oximetría. Si bien H2O, con el fin de evitar un colapso bron- durante la fibrobroncoscopia se pue- quial, para que al final del procedimiento den presentar complicaciones como se pueda recuperar aproximadamente hemoptisis, neumotórax y saturación entre el 30% al 50% del volumen instila- de O2
Alzate-Rincón CM, Loaiza-Díaz N, Aguilar Y de Microbiología [8], una vez recolecta- ración del 10% del volumen instilado da la muestra de LBA, se debe conservar durante la broncoscopia en niños, y del en el triple embalaje para transporte de 30% en adultos, así como que al hacer sustancias de riesgo biológico. Lo ideal el recuento celular diferencial en co- es procesar la muestra en el laboratorio loraciones como Wright o Giemsa, se en el transcurso de las primeras dos ho- observen escasas células epiteliales; ras tras su recolección. Cuando esto no menos del 1% [2,5] es posible, se debe conservar a 4 °C has- ta 24 horas para favorecer la viabilidad Inicialmente, es importante valorar el celular [2], o usar aditivos dependiendo aspecto macroscópico de la muestra, del germen y prueba a realizar. color, turbidez y presencia de moco. El color puede variar desde transparente Las muestras para cultivo bacteriológi- blanquecino por moco, hasta rosa a rojo co y análisis microscópico [9] deben ser debido a la presencia de sangre. Cuan- almacenadas durante 24 horas a 4 °C, do se centrifuga la muestra, el botón ce- máximo 48 horas, sin que se afecte la lular puede tener un color blanco o más sensibilidad analítica para la gran mayo- oscuro, o incluso alcanzar un tono café a ría de las bacterias patógenas y hongos. negro en los pacientes que fuman. Si se requiere cultivo viral, la muestra debe transferirse a un medio de trans- Para establecer la calidad de la mues- porte especial para virus que contiene tra, Chamberlain y colaboradores pro- DMSO (dimetilsulfóxido) y proteínas ponen la evaluación microscópica [12] como la albúmina bovina, para evitar el que se basa en el recuento celular de daño celular por la cristalización, ade- células epiteliales, macrófagos, eritro- más de estabilizadores de pH y antimi- citos y artefactos, y que considera que crobianos como gentamicina y anfote- una muestra de LBA es representativa ricina B, para minimizar el crecimiento del tracto respiratorio inferior cuando microbiano en la muestra [10]. contiene
Diagnóstico microbiológico en lavado broncoalveolar. Revisión de la literatura Técnicas de diagnóstico su costo-beneficio, y a que los materia- microbiológico en LBA les, colorantes y el microscopio de luz, hacen parte de los elementos básicos de un laboratorio. En contraste, su ren- Examen directo dimiento diagnóstico depende en gran medida del entrenamiento del personal La preparación en fresco es útil para eva- que realiza el proceso, en especial la vi- luar la presencia de parásitos como lar- sualización microscópica. vas de Strongyloides stercolaris o huevos de Paragonimus spp. [19,20]. También Usualmente, las tinciones se realizan a se pueden observar estructuras fúngicas partir del botón celular obtenido del de levaduras, hifas o pseudohifas sin co- proceso de centrifugación de la mues- lorantes, o resaltarlas con coloraciones tra total, pero el rendimiento diagnósti- simples como el azul de lactofenol, KOH co mejora cuando el procesamiento se o tinta china. Esta última es empleada hace por citocentrifugación. para ver las levaduras capsuladas de Cryptococcus neoformans (figura 2) [21]. Tinción de Gram La coloración de Gram es útil en el Tinciones diagnóstico presuntivo de infecciones bacterianas, y brinda información al clí- Las tinciones microbiológicas usadas nico para definir o ajustar el tratamiento rutinariamente por más de 100 años inicial, en especial en los casos de neu- [22], aún se emplean de manera rutina- monía asociada a ventilación mecánica ria para identificar el agente causante (NAV) o neumonía adquirida en la co- de la infección o, según las estructuras munidad (NAC), en los que se pueden observadas, brindar un informe prelimi- visualizar morfotipos asociados a ciertas nar para que el médico tome decisio- bacterias Gram positivas (Streptococcus nes y defina o ajuste la terapia empírica. pneumoniae, Haemophilus influenzae, Tienen la ventaja de estar al alcance de Staphylococcus aureus) (figura 3), así todos los laboratorios clínicos, debido a como Gram negativas (enterobacterias y bacilos Gram negativos no fermenta- dores). Tiene una sensibilidad que osci- la entre 44% y 90%, y una especificidad entre 49% y 100%, siendo mayor su con- cordancia con el cultivo cuando se ob- servan bacterias intracelulares [23,24]. En esta coloración también es posi- ble observar estructuras filamentosas Gram positivas sugestivas de Nocar- dia spp., y de hongos como las hifas o blastoconidias de Candida spp., que también se tiñen Gram positivas. La presencia de estas últimas se debe Figura 2. Preparación de LBA en tinta china interpretar cuidadosamente, pues es (40x). En el campo se observan las blastoconi- posible que correspondan a contami- dias capsuladas de Cryptococcus neoformans. nación de la muestra con microorga- Fuente: GRIPE, Universidad de Antioquia. nismos de la orofaringe [25]. Volumen 25, Número 4, 2021 679
Alzate-Rincón CM, Loaiza-Díaz N, Aguilar Y BF CGP CGP M BAAR PMN Figura 3. Tinción de Gram de muestra de LBA (100x). En el campo se observan macró- fagos (M), neutrófilos (PMN), bacterias fila- mentosas (BF) y cocos Gram positivos (CGP). Figura 4. Coloración de Ziehl Neelsen de Fuente: GRIPE, Universidad de Antioquia. LBA (100x). Se observan las células del LBA y BAAR atípicas. Fuente: GRIPE, Universi- dad de Antioquia. En el Gram del LBA se debe reportar la cantidad de bacterias observadas como escasa, moderada o abundante, diagnóstico mayor que en otras mues- no se cuantifican los leucocitos, pues tras respiratorias, en especial en pacien- en contraste a otras muestras como el tes cuyo cuadro clínico es muy sugesti- esputo, su presencia no indica reacción vo de tuberculosis, pero no expectoran inflamatoria. Lo normal es que haya ma- [28,29]. Su utilidad se extiende al segui- crófagos alveolares en el LBA, sin em- miento microbiológico de los pacientes bargo, algunos autores han reportado que reciben tratamiento para la tuber- aumento en el porcentaje de neutrófi- culosis y, si bien es una prueba de bajo los al hacer el recuento diferencial, aso- costo, rápida ejecución y que brinda ciado a las neumonías bacterianas [24]. resultados en pocas horas, está siendo reemplazada por técnicas de biología Tinción de Ziehl Neelsen molecular como la RT-PCR (del inglés, Real Time Polymerase Chain Reaction), La coloración de Ziehl Neelsen (ZN) es pues su rendimiento depende de la una tinción diferencial que permite vi- concentración de bacilos en la muestra sualizar bacterias ácido-alcohol resisten- (>10.000 micobacterias por mL) y de la tes (BAAR), teñidas de color rojo en un experticia del observador; aspectos que fondo azul, gracias a la reacción química influyen en la baja sensibilidad reporta- de los ácidos micólicos de las BAAR y da para el ZN (entre el 45% y el 80%), en de la fucsina básica (figura 4) [26]. Esta comparación con el cultivo (entre el 70% es una característica de los complejos y el 90%) [30], y algunas pruebas de RT- taxonómicos Mycobacterium tuberculo- PCR que se acercan al 100% [31]. sis y Mycobacterium avium, patógenos pulmonares y extrapulmonares en pa- Tinción de Ziehl Neelsen modificado cientes inmunosuprimidos [27]. También conocida como tinción de La tinción de ZN se emplea para hacer Kinyoun modificada (cambia el alcohol el diagnóstico de tuberculosis pulmonar ácido por ácido sulfúrico al 1%), permite (TB), y en el LBA tiene un rendimiento visualizar de color rojo las bacterias que 680 Volumen 25, Número 4, 2021
Diagnóstico microbiológico en lavado broncoalveolar. Revisión de la literatura son parcialmente ácido-alcohol resis- tentes, entre las cuales se encuentra No- cardia spp. (figura 5). Esta coloración se CEB hace para confirmar el diagnóstico de nocardiosis pulmonar cuando hay sos- E pecha clínica, o se visualizan sus formas filamentosas en el Gram o en el ZN. Esta PMN CEB patología cursa con un cuadro clínico inespecífico, que afecta a pacientes con inmunosupresión severa y llega a cau- Figura 6. Celularidad en LBA con colora- sar neumonía necrotizante grave; de ahí ción de Wright (100x). Se observan las cé- la importancia y oportunidad de utilizar lulas epiteliales escamosas (E) del epitelio el ZN modificado en el LBA [32,33]. bronquial (CEB), y neutrófilos (PMN). Fuen- te: GRIPE, Universidad de Antioquia. Giemsa-Wright-RAL Estas tres coloraciones emplean reacti- vos que tiñen diferencialmente el con- M tenido básico y ácido de las células, permitiendo obtener una gama de co- H lores en las estructuras celulares, que permite diferenciar por la composición química, el citoplasma y el núcleo. Por M lo tanto, uno de sus usos es el recuento celular relativo del LBA (figura 6), y el otro es detectar hongos como las le- vaduras intracelulares de Histoplasma capsulatum con su característica retrac- ción del núcleo (figura 7) [34-36], las Figura 7. Coloración de Wright (100x) con levaduras intracelulares de H. capsulatum formas tróficas de “panal de abejas” (H) y macrófagos alveolares (M). Fuente: GRIPE, Universidad de Antioquia. de Pneumocystis jirovecii, y en algunas ocasiones permite visualizar hifas o le- vaduras extracelulares de C. neoformas o Candida spp. Estos hongos hacen parte del diagnóstico diferencial del cuadro infeccioso pulmonar en pacien- tes inmunosuprimidos [37]. Plata metenamina de Gomori-Grocott y azul de toluidina (TBO) Figura 5. Ziehl Neelsen modificado (100x). Se observan los filamentos de color rojo ca- Estas tinciones en muestras de LBA, se racterísticos de Nocardia spp. y células pro- usan para visualizar estructuras fúngi- pias del LBA. Fuente: GRIPE, Universidad cas como parte del estudio diagnóstico de Antioquia. en cuadros respiratorios bajos de pa- Volumen 25, Número 4, 2021 681
Alzate-Rincón CM, Loaiza-Díaz N, Aguilar Y cientes con neoplasias hematológicas, trasplantados, o inmunosuprimidos por causa primaria o secundaria. Los reac- tivos empleados en la coloración de plata metenamina tiñen los hongos al oxidar los polisacáridos de la pared ce- lular y se convierten en aldehídos que reaccionan con la plata, y adquieren to- nalidad café o negra [38]. Esta tinción Figura 8. Estructuras fúngicas en colora- es inespecífica al unirse a las paredes ción de TBO correspondientes a esporo- de todos los hongos, así que la dife- quistes de P. jirovecii (100x). Fuente: GRIPE, renciación de las estructuras fúngicas Universidad de Antioquia. y de los tipos de levadura propios de cada hongo, depende del buen entre- namiento del microscopista. Por ejem- plo, en presencia de H. capsulatum, se observan levaduras pequeñas de color marrón oscuro, por la precipitación de los iones de plata de la plata metena- mina [39,40]; también se facilita la ob- servación de las hifas hialinas, septadas, con ramificación dicotómica en ángulo de 45° de Aspergillus spp. [41]. Por otra parte, el TBO es una coloración metacromática que tiñe los proteoglica- nos de la pared de las levaduras y hon- gos, además, es más fácil de realizar que Figura 9. Estructuras fúngicas en colora- la plata metenamina y posee una sensi- ción de TBO correspondientes a levaduras bilidad similar a la de la inmunofluores- capsuladas de C. neoformans (100x). Fuen- cencia. Se usa principalmente para P. te: GRIPE, Universidad de Antioquia. jirovecii donde tiñe los esporoquistes, cuya apariencia es de gránulos, de to- nalidad azul-lila, ovalados, con una hen- simplex (VHS). Adicionalmente, se ha didura central, que se agrupan en forma utilizado para el diagnóstico de infec- de panal [42] (figura 8), pero también se ciones por hongos como Pneumocystis pueden observar otras levaduras como jirovecii y especies de Aspergillus [27]. las multigemantes de P. braziliensis, y le- Esta tinción también permite distinguir vaduras unigemantes polimórficas y de los componentes acidófilos y basófilos doble pared de C. neoformans (figura de las células, además de evidenciar 9), por lo cual su rendimiento diagnós- un patrón de cromatina detallado, ya tico también recae en la experticia del que tiñe el citoplasma de las células laboratorio que la realiza. metabólicamente activas [43]. Papanicolaou Cultivo La tinción de Papanicolaou en el LBA se emplea para buscar efectos citopáticos El desarrollo de neumonía depende causados por virus como los herpes tanto de la virulencia del germen, como 682 Volumen 25, Número 4, 2021
Diagnóstico microbiológico en lavado broncoalveolar. Revisión de la literatura del sistema inmune del huésped. En la género es indispensable, y se apoya en neumonía bacteriana clínicamente ma- las características macroscópicas de las nifiesta, la concentración de bacterias colonias, el aspecto morfológico de las debe ser al menos de 104 UFC/g de te- cabezas conidiales [45], la prueba de jido o 105 UFC/mL de exudado respira- termotolerancia a 50 °C, o en técnicas torio. El cultivo cuantitativo tiene como de espectrometría de masas como el objetivo diferenciar las bacterias de la MALDI-TOF. La detección y cuantifica- microbiota orofaríngea que contaminan ción de galactomanano, un antígeno la muestra y que están presentes en me- de pared celular específico de las es- nor cantidad (concentraciones inferiores pecies de Aspergillus spp. en suero o a 104 UFC/mL), de las bacterias poten- LBA, es útil para el diagnóstico y segui- cialmente patógenas presentes en con- miento de la aspergilosis invasiva [46]. centraciones superiores (105 UFC/mL a 106 UFC/mL). En el estudio diagnóstico de la NAV por LBA, el punto de corte es Técnicas inmunológicas el recuento bacteriano igual o superior a 104 UFC/mL, cuya sensibilidad es del Detección de antígenos y anticuerpos 42% al 93% (media de 73%) y la especifi- cidad del 45% al 100% (media del 82%). La detección de antígenos o anticuer- Los resultados varían según la población pos puede hacerse por diferentes mé- estudiada, el uso previo de antibióticos, todos, como la inmunofluorescencia, el estado inicial del paciente, etc. [16]. la inmunocromatografía y las técnicas inmunoenzimáticas. En la inmunofluo- Ante la sospecha de infección por M. tu- rescencia se evalúa la presencia de an- berculosis complex (MTC), o en la toma tígenos en tejidos o células, gracias a de muestras de LBA en pacientes con la combinación de anticuerpos especí- inmunosupresión de cualquier origen, ficos marcados con sondas fluorescen- se debe hacer cultivo de MTC asociado tes o fluoróforos. En muestras de LBA, a una prueba molecular de reacción en la inmunofluorescencia ha demostrado cadena de la polimerasa (PCR), para la tener utilidad en el diagnóstico de in- detección e identificación de la mico- fecciones por virus respiratorios, Pneu- bacteria y la detección simultánea de mocystis jirovecii (figura 10) [47], Legio- genes de resistencia a fármacos emplea- nella spp. [48], micobacterias atípicas, dos en la terapia para la tuberculosis ini- especies de Aspergillus [49] y citome- cial (rifampicina e isoniazida); esta última galovirus [50], entre otros. Por su parte, disminuye notablemente el tiempo de las técnicas inmunoenzimáticas son de respuesta de 8 semanas a días u horas, particular utilidad para el diagnóstico y mejora la sensibilidad diagnóstica [30]. de histoplasmosis y aspergilosis en pa- cientes inmunocomprometidos [51,52]. El procesamiento de muestras de LBA para diagnóstico de aspergilosis pul- La inmunocromatografía (ICT) también monar incluye la concentración de la permite la búsqueda de antígenos o muestra, y posterior siembra del sedi- anticuerpos, mediante el uso de una mento en agar Sabouraud dextrosa, membrana de nitrocelulosa donde infusión cerebro-corazón (BHI) y agar ocurre la reacción antígeno-anticuerpo PDA con gentamicina y cloranfenicol. por capilaridad. Se usa en muestras de La incubación se debe hacer a dos LBA para buscar infecciones por bacte- temperaturas, 30 °C y 37 °C, mínimo rias como Streptococcus pneumoniae por 72 horas [44]. La identificación del [53] o en aspergilosis [54]. Volumen 25, Número 4, 2021 683
Alzate-Rincón CM, Loaiza-Díaz N, Aguilar Y bajos de estas células se asocian con incremento en la morbimortalidad [58]. EQ Técnicas de biología molecular Técnicas de ADN T La PCR, junto con otras técnicas utili- zadas en microbiología, como la PCR acoplada a espectrometría de masas (PCR/ESI-MS), han cobrado mucha im- Figura 10. Inmunofluorescencia directa portancia en la identificación rápida de donde se observan las formas tróficas (T) y agentes infecciosos en el LBA [59,60], esporoquistes (EQ) de P. jirovecii de color especialmente en pacientes inmuno- verde, sobre un fondo rojo correspondien- comprometidos que están expuestos te a las células del LBA (100x). Fuente: GRI- a infecciones por una variedad amplia PE, Universidad de Antioquia. de microorganismos, que no exhiben signos y síntomas comunes, y en quie- nes el inicio de la terapia antimicrobia- Citometría de flujo na adecuada es vital. Es un método cuantitativo utilizado en Las técnicas de PCR tienen ventajas im- inmunología, hematología, oncología, portantes frente a los cultivos y otros anatomía patológica y biología celular, métodos diagnósticos convencionales, que permite el estudio de característi- como su mayor sensibilidad, especifi- cas fenotípicas de las células, como la cidad y reproducibilidad, y su rapidez, granularidad, el tamaño y la expresión ya que no siempre se requiere esperar de receptores específicos de membra- a que el microorganismo se reproduz- na, mediante el uso de marcadores ca; también, la facilidad que ofrece fluorescentes que se unen a las célu- la PCR multiplex para detectar varios las, permitiendo diferenciar subpobla- microorganismos en una sola corrida, ciones [55,56]. que pueden ser de diferente género, o de cuantificar la carga viral cuando se En el LBA, la citometría de flujo permite requiera mediante una PCR en tiempo la detección de microorganismos (bac- real o qPCR. Su principal desventaja terias, virus y hongos), al igual que su frente al cultivo tradicional es que, de- respuesta a los diferentes fármacos y bido a su fundamento, no se puede citotoxicidad. Además, ha demostrado determinar la expresión fenotípica de utilidad en la cuantificación de subpo- genes de resistencia bacteriana o fún- blaciones de linfocitos, como los CD8+ gica que los microorganismos pueden y CD4+ en pacientes que padecen cier- portar, pero no siempre expresar [61]. tas infecciones. Es útil en el diagnóstico y seguimiento de algunos pacientes, Actualmente, aunque en pocos labora- como ocurre en las personas infecta- torios de diagnóstico clínico, se dispone das con el VIH (virus de la inmunodefi- de la secuenciación del genoma com- ciencia humana) [57], y recientemente pleto de los agentes infecciosos en el en los infectados con el SARS-CoV-2 LBA; técnica que se usa en el diagnós- (COVID-19), en quienes recuentos muy tico, control y tratamiento de infecciones 684 Volumen 25, Número 4, 2021
Diagnóstico microbiológico en lavado broncoalveolar. Revisión de la literatura fúngicas, bacterianas y virales, en pacien- con COVID-19, el LBA puede confir- tes críticos con o sin deficiencia inmune mar este diagnóstico, no obstante, se [62,63]. Incluso, se han hecho estudios sabe que su identificación depende empleando la técnica de secuenciación de la concentración del virus en la en shotgun del microbioma pulmonar, muestra [67]. en pacientes con enfermedades respira- torias crónicas y en receptores de tras- En la tabla 1 se describen los principa- plantes pulmonares [51,64,65]. les agentes infecciosos que es posible identificar con técnicas de diagnóstico La técnica de reacción en cadena de la molecular, en muestras de LBA. polimerasa con transcripción inversa (RT-PCR) realizada en muestras de LBA Determinación del microbioma para identificar el SARS-CoV-2, se con- pulmonar en el LBA sidera muy precisa, y se recomienda si es realizada por un operador experto, El sistema respiratorio no es un sitio ya que implica un mayor riesgo de ex- anatómico estéril, allí se encuentran posición [66]. En casos de hisopados una amplia variedad de microorganis- nasofaríngeos negativos en pacientes mos encargados de mantener el balan- Tabla 1. Diagnóstico molecular de agentes infecciosos en muestras de lavado broncoalveolar (LBA) Detección del Técnica Algunos estuches Agente microorganismo diagnóstica comerciales Virus La qPCR tiene alta especificidad Adenovirus R-GENE® qPCR Adenovirus y sensibilidad, pero cualquier BioMérieux BioFire® qRT-PCR multiplex técnica de PCR es diagnóstica [68] FilmArray® Detección por PCR. Muestras de RealStar® MERS-CoV Coronavirus LBA tienden a tener mayor carga RT-qPCR RT-PCR Kit 1.0 MERS-CoV viral que las muestras de esputo qRT-PCR multiplex BioMérieux BioFire® e hisopados nasofaríngeos [69] FilmArray® El LBA no es de rutina, y se hace en pacientes con infección severa TaqPath RT-PCR Coronavirus e intubación orotraqueal. La RT-PCR COVID-19 Kit® SARS-CoV-2 evaluación de las poblaciones qPCR multiplex BioMérieux BioFire® celulares es un indicador de la FilmArray® severidad de la enfermedad [67] El LBA es útil cuando el GeneProof® Flu resultado es indeterminado Multiplex PCR Kit Influenza A-B en muestras respiratorias qRT-PCR multiplex BioMérieux BioFire® superiores, además, se puede FilmArray® identificar el subtipo [70] BioMérieux BioFire® Su detección hace el diagnóstico, FilmArray® Virus respiratorio pero cargas virales bajas pueden qRT-PCR multiplex Cepheid Xpert® Flu/ sincitial ser falsos positivos [71] RSV XC y Xpert® Xpress Flu/RSV Continúa Volumen 25, Número 4, 2021 685
Alzate-Rincón CM, Loaiza-Díaz N, Aguilar Y Las cargas virales altas en LBA Herpes simplex se asocian con un aumento de HSV1, HSV2, VZV qPCR (HSV-1) mortalidad en pacientes que R-gene® llevan más de 14 días en UCI [72] Se cuantifica la carga viral en plasma por qPCR para el diagnóstico. En muestras respiratorias no se hace de rutina, ya que para demostrar que la Citomegalovirus replicación del CMV es a nivel qPCR (CMV) pulmonar, la carga viral en el LBA debe ser superior a la carga obtenida en lavados faríngeos [73], pero su presencia en LBA parece ser un factor predictor de neumonía por CMV [74] Bacterias Detección por PCR del gen 16S BIO-RAD® iQ-Check® Legionella spp. qPCR [48] Legionella Real-Time Amplificación y detección por GeneProof® PCR de los genes del sistema Mycoplasma de la fosfotransferasa I, la pneumoniae PCR Kit, citoadhesina P1 y el elemento Mycoplasma qPCR Seeplex® repetitivo RepMP1 [75]. Hay poca pneumoniae qRT-PCR multiplex PneumoBacter ACE correlación entre la serología Detection y la PCR debido a la falta de BioMérieux BioFire® especificidad de las pruebas FilmArray® inmunológicas [76] GeneProof® Chlamydia El uso en conjunto de la pneumoniae PCR Kit, determinación de IgM con el Chlamydophyla qPCR Seeplex® resultado de la PCR es la forma pneumoniae qRT-PCR multiplex PneumoBacter ACE más sensible de diagnosticar la Detection, infección en niños [77] BioMérieux BioFire® FilmArray® Seeplex® Su detección aumenta con la PneumoBacter ACE Bordetella PCR, evitando tratamientos PCR multiplex Detection pertusis innecesarios, en especial en qRT-PCR multiplex BioMérieux BioFire® niños menores de 3 meses [78] FilmArray® La identificación de la especie puede hacerse por técnicas de MALDI-TOF MS. La PCR detecta BioMérieux BioFire® la presencia de la bacteria, pero FilmArray® Streptococcus no es posible diferenciar si es PCR multiplex Bruker MALDI pneumoinae colonizante o patógena, por lo MALDI-TOF MS BiotyperTM que se ha retirado de algunos VITEK® MS estuches comerciales. Hay sistemas para diferenciar los subtipos Continúa 686 Volumen 25, Número 4, 2021
Diagnóstico microbiológico en lavado broncoalveolar. Revisión de la literatura La identificación de la especie puede hacerse por técnicas de Cepheid® Staphylococcus MALDI-TOF MS. Se usa PCR para PCR Bruker MALDI aureus detectar el género y la presencia MALDI-TOF MS BiotyperTM de genes asociados a perfiles de VITEK® MS resistencia Micobacterias La identificación de la especie puede hacerse por técnicas de MALDI-TOF MS. La detección por Xpert ® MTB/RIF PCR se usa cuando las tinciones qPCR Seegene® AnyplexTM Mycobacterium son negativas y paucibacilares, MALDI-TOF MS Bruker MALDI tuberculosis y permite diferenciar entre BiotyperTM algunas especies, así como VITEK® MS detectar genes de resistencia al tratamiento de primera línea [79] EzplexTM MTBC/NTM La identificación de la especie Real-time PCR Kit Micobacterias puede hacerse por técnicas de qPCR Bruker MALDI no tuberculosas MALDI-TOF MS. Detección por MALDI-TOF MS BiotyperTM qPCR del gen 16S [80] VITEK® MS Hongos La identificación puede hacerse AsperGenius® por técnicas de MALDI-TOF MS Species Multiplex y y PCR a partir de cultivos de Resistance Multiplex qPCR multiplex Aspergillus spp. secreciones respiratorias [81]. Kit MALDI-TOF MS La secuenciación del genoma Bruker MALDI completo en muestras de LBA es BiotyperTM útil [62] VITEK® MS La detección se realiza por qPCR, sin embargo, no diferencia RealStar® Pneumocystis entre pacientes infectados y qPCR Pneumocystis jirovecii jirovecii colonizados. Se recomienda PCR anidada PCR Kit 1.0 acompañar estas pruebas con estudios adicionales [82] La identificación puede hacerse por técnicas de MALDI-TOF MS. La mayoría de métodos para la detección molecular de Histoplasma son In House, no hay disponibilidad de PCR anidada Bruker MALDI Histoplasma kits comerciales [83]. La PCR PCR multiplex BiotyperTM capsulatum anidada permite obtener PCR semi anidada VITEK® MS resultados más oportunos PCR convencional y confiables, con una especificidad del 90% al 100%, y una sensibilidad del 100% en muestras embebidas en parafina [40] PCR: reacción en cadena de la polimerasa; RT-PCR: PCR con transcripción inversa; qPCR: PCR en tiempo real; MALDI-TOF MS: (Matrix Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry, en español, desorción/ionización láser asistida por una matriz con detección de masas por tiempo de vuelo). Volumen 25, Número 4, 2021 687
Alzate-Rincón CM, Loaiza-Díaz N, Aguilar Y ce fisiológico del huésped, ayudan a proteínas diferentes, dotándolas del absorber nutrientes, degradan molécu- llamado perfil de expresión genética. las tóxicas, regulan el sistema inmune y Mediante este tipo de análisis se pue- ayudan a resistir patógenos, generando de determinar qué clase de citoquinas competencia de nutrientes y espacio, expresan los leucocitos en procesos dificultando su establecimiento y, por idiopáticos como en infecciones, y de lo tanto, sus procesos infecciosos [1,84]. esta manera conocer la respuesta in- mune que se lleva a cabo y sus pos- Las técnicas de metagenómica impli- teriores consecuencias. Por ejemplo, can el uso de ácidos nucleicos obteni- en el estudio de Gao y colaboradores dos de LBA para secuenciamiento, con [88] encontraron que, en la infección técnicas de secuenciación de siguien- por Mycoplasma pneumoniae en ni- te generación (NGS, por sus siglas en ños, se da la proliferación de células inglés, Next Generation Sequencing) y NK y linfocitos CD8+, sentando las análisis bioinformáticos especializados, bases para posteriores estudios que con el fin de conocer las poblaciones permitan esclarecer el rol del sistema de microorganismos (microbioma) o el inmune en esta infección. perfil de expresión génica del paciente (exoma) [85], y determinar el papel que juegan estas comunidades en el proce- Conclusión so de salud y enfermedad [2,86]. El LBA continúa siendo una muestra de Hay estudios de microbioma pulmonar gran importancia en el diagnóstico de en diferentes contextos clínicos para infecciones respiratorias bajas, espe- comprender la ecología microbiana cialmente en pacientes inmunocom- presente allí. Uno de los fenómenos prometidos o en ventilación mecánica. descritos es la disbiosis en enfermeda- En el análisis es importante valorar la des como el cáncer y en la infección por composición celular, microbiológica y VIH. En el primer caso, la disbiosis se bioquímica, para mejorar la aproxima- ocasiona por el aumento de las pobla- ción diagnóstica y definir de manera ciones de Veillonella spp. y Megasphae- oportuna el tratamiento. Con el de- ra spp. en pacientes con cáncer pulmo- sarrollo de pruebas adicionales a las nar [4,87]; y en el segundo caso, se ha tinciones y cultivo, como son la inmu- encontrado anellovirus en alta cantidad, nofluorescencia y las técnicas molecu- relacionado con disbiosis en los pacien- lares, la muestra de LBA para el diag- tes infectados por VIH [64]. nóstico de enfermedades infecciosas ha tenido un progreso notable en los Determinación del transcriptoma últimos años, que ha permitido llegar pulmonar en el LBA a un diagnóstico certero, o en el peor de los casos, ha contribuido a orientar El transcriptoma engloba tanto el con- en el diagnóstico diferencial; además, junto de fragmentos de ARN mensa- algunas de estas pruebas permiten de- jero que se traducirá posteriormente tectar el género y especie del agente en proteínas, así como el ARN no co- etiológico, así como la presencia de dificante que no se traduce. Si bien genes asociados a perfiles de resisten- todas las células somáticas poseen cia. No obstante, se debe tener presen- una secuencia de ADN idéntica, se te que los resultados siempre deben distinguen en que expresan genes interpretarse a la luz del contexto clíni- diferentes, y por lo tanto, sintetizan co del paciente. 688 Volumen 25, Número 4, 2021
Diagnóstico microbiológico en lavado broncoalveolar. Revisión de la literatura Referencias utilization of the microbiology laboratory for diagnosis of infectious diseases: 2018 update 1. Patel PH, Antoine M, Ullah S. Bronchoalveolar by The Infectious Diseases Society of America lavage. Treasure Island (FL): StatPearls Publis- and the American Society for Microbiology. hing; 2021. Acceso 11 de abril de 2021. Dispo- Clin Infect Dis 2018;67:e1-e94. https://doi. nible en https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/ org/10.1093/cid/ciy381. NBK430762/. 9. Sánchez-Romero MI, García-Lechuz Moya 2. Escribano-Montaner A, Moreno-Galdó A. JM, González López JJ, Orta Mira N. Recogi- Técnicas fibrobroncoscópicas especiales: lava- da, transporte y procesamiento general de las do broncoalveolar, biopsia bronquial y biopsia muestras en el laboratorio de Microbiología. transbronquial. An Pediatr 2005;62:352-366. Enferm Infecc Microbiol Clin 2019;37:127-134. https://doi.org/10.1157/13073249. https://doi.org/10.1016/j.eimc.2017.12.002. 3. Fagon JY, Chastre J, Domart Y, Trouillet JL, 10. Somoza N, Torà M. Seguridad biológica en la Pierre J, Darne C, et al. Nosocomial pneu- preservación y el transporte de muestras bioló- monia in patients receiving continuous me- gicas obtenidas en el ámbito de las enferme- chanical ventilation. Prospective analysis of 52 dades respiratorias y destinadas a la investi- episodes with use of a protected specimen gación. Arch Bronconeumol 2009;45:187-195. brush and quantitative culture techniques. Am https://doi.org/10.1016/j.arbres.2009.02.001. Rev Respir Dis 1989;139:877-884. https://doi. 11. Bergner LM, Orton RJ, da Silva Filipe A, org/10.1164/ajrccm/139.4.877. Shaw AE, Becker DJ, Tello C, et al. Using 4. Michavila IA, Núñez NR, Alvarez JL, Sánchez noninvasive metagenomics to characte- MM. Broncoscopia. Técnicas diagnósticas. In: rize viral communities from wildlife. Mol Soto Campos G, ed. Manual de Diagnóstico Ecol Resour 2019;19:128-143. https://doi. y Terapéutica en Neumología. 1a ed. Madrid, org/10.1111/1755-0998.12946. España: Asociación de Neumología y Cirugía 12. Chamberlain DW, Braude AC, Rebuck AS. A Torácica del Sur (NEMOSUR); 2005. p. 113–124. critical evaluation of bronchoalveolar lavage. 5. Cacho-Calvo JB, Meseguer-Peinado MA, Oli- Criteria for identifying unsatisfactory speci- ver-Palomo A, Puig-de la Bellacasa J. Procedi- mens. Acta Cytol 1987;31:599-605. mientos en Microbiología Clínica. Diagnóstico 13. Ettensohn DB, Jankowski MJ, Duncan PG, microbiológico de las infecciones bacterianas Lalor PA. Bronchoalveolar lavage in the nor- del tracto respiratorio inferior. Madrid, España: mal volunteer subject. I. Technical aspects and Sociedad Española de Enfermedades Infeccio- intersubject variability. Chest 1988;94:275-280. sas y Microbiología Clínica; 2007. Acceso 15 https://doi.org/10.1378/chest.94.2.275. de marzo de 2021. Disponible en https://www. 14. Davis GS, Giancola MS, Costanza MC, Low seimc.org/contenidos/documentoscientificos/ RB. Analyses of sequential bronchoalveolar la- procedimientosmicrobiologia/seimc-procedi- vage samples from healthy human volunteers. mientomicrobiologia25.pdf. Am Rev Respir Dis 1982;126:611-616. 6. Fernández-Bussy S, Labarca G, Zagolin M, 15. Thomson RB, Jr. Laboratory diagno- Oyonarte M, Isamit D, Jalilie A, et al. Compli- sis of respiratory infections. Curr Opin In- caciones asociadas a la broncoscopía flexible: fect Dis 1999;12:115-119. https://doi. análisis de registro post-procedimiento. Rev org/10.1097/00001432-199904000-00002. Méd Chile 2014;142:299-304. 16. Jourdain B, Joly-Guillou ML, Dombret MC, 7. Terkawi RS, Altirkawi KA, Terkawi AS, Calvat S, Trouillet JL, Gibert C, et al. Useful- Mukhtar G, Al-Shamrani A. Flexible bronchos- ness of quantitative cultures of BAL fluid for copy in children: Utility and complications. Int J diagnosing nosocomial pneumonia in ventila- Pediatr Adolesc Med 2016;3:18-27. https://doi. ted patients. Chest 1997;111:411-418. https:// org/10.1016/j.ijpam.2015.12.003. doi.org/10.1378/chest.111.2.411. 8. Miller JM, Binnicker MJ, Campbell S, Carroll 17. Meduri GU, Baselski V. The role of bronchoal- KC, Chapin KC, Gilligan PH, et al. A guide to veolar lavage in diagnosing nonopportunistic Volumen 25, Número 4, 2021 689
Alzate-Rincón CM, Loaiza-Díaz N, Aguilar Y bacterial pneumonia. Chest 1991;100:179-190. 28. Acharya B, Acharya A, Gautam S, Ghimire SP, https://doi.org/10.1378/chest.100.1.179. Mishra G, Parajuli N, et al. Advances in diag- 18. Castella J, Ancochea J, Llorente L, Puzo C, San- nosis of tuberculosis: an update into molecu- chis J, Sueiro A, et al. Lavado broncoalveolar. lar diagnosis of Mycobacterium tuberculosis. Arch Bronconeumol 1997;33:515-526. https:// Mol Biol Rep 2020;47:4065-4075. https://doi. doi.org/10.1016/S0300-2896(15)30534-2. org/10.1007/s11033-020-05413-7. 19. Norman FF, Chamorro S, Braojos F, López- 29. Ahmad M, Ibrahim WH, Sarafandi SA, Shah- Miranda E, Chamorro J, González I, et al. zada KS, Ahmed S, Haq IU, et al. Diagnostic Strongyloides in bronchoalveolar lavage fluid: value of bronchoalveolar lavage in the subset of Practical implications in the COVID-19 era. J patients with negative sputum/smear and myco- Travel Med 2021. https://doi.org/10.1093/jtm/ bacterial culture and a suspicion of pulmonary taab114. tuberculosis. Int J Infect Dis 2019;82:96-101. 20. Fischer PU, Weil GJ. North American parago- https://doi.org/10.1016/j.ijid.2019.03.021. nimiasis: epidemiology and diagnostic strate- 30. Rincón-Caballero OL, Cano-Romero MA, Aris- gies. Expert Rev Anti Infect Ther 2015;13:779- tizábal-Bernal BH. Diagnóstico de tuberculosis 786. https://doi.org/10.1586/14787210.2015. pulmonar en lavado broncoalveolar: desempe- 1031745. ño de la PCR en comparación con las pruebas mi- 21. González Á, Tobón ÁM. Infecciones micóticas crobiológicas de rutina. Med Lab 2017;23:475- oportunistas en pacientes con VIH/SIDA. Infec- 484. https://doi.org/10.36384/01232576.26. tio 2006;10:279-287. 31. Sanabria-Delgado EV. Evaluación del des- 22. Decré D, Barbut F, Petit JC. [Role of the micro- empeño de la prueba Xpert Mtbd/Rif® para la biology laboratory in the diagnosis of nosoco- detección de tuberculosis en un hospital públi- mial diarrhea]. Pathol Biol (Paris) 2000;48:733- co de Bucaramanga. Bogotá D.C.: Universidad 744. CES; 2018. Acceso 15 de marzo de 2021. Dis- 23. O'Horo JC, Thompson D, Safdar N. Is the ponible en http://repository.urosario.edu.co/ Gram stain useful in the microbiologic diag- handle/10336/18047. nosis of VAP? A meta-analysis. Clin Infect Dis 32. Trujillo DE, Ortiz S, Pérez O, Cortés CA, Carri- 2012;55:551-561. https://doi.org/10.1093/cid/ llo JA. Abscesos cerebrales por Nocardia spp. cis512. en una paciente inmunocompetente. Biomédica 24. Rea-Neto A, Youssef NC, Tuche F, Brunkhorst 2020;40:27-33. https://doi.org/10.7705/biome- F, Ranieri VM, Reinhart K, et al. Diagnosis of dica.4925. ventilator-associated pneumonia: a systematic 33. Bautista H, Lizarazo J. Nocardiosis diseminada review of the literature. Crit Care 2008;12:R56. en una paciente VIH negativa. A propósito de un https://doi.org/10.1186/cc6877. caso de difícil tratamiento. Acta Neurol Colomb 25. Papazian L, Klompas M, Luyt CE. Ventilator- 2015;31:267-273. associated pneumonia in adults: a narrative 34. Guarner J, Brandt ME. Histopathologic diagno- review. Intensive Care Med 2020;46:888- sis of fungal infections in the 21st century. Clin 906. https://doi.org/10.1007/s00134-020- Microbiol Rev 2011;24:247-280. https://doi. 05980-0. org/10.1128/cmr.00053-10. 26. Corrales-Ramírez LC, Caycedo-Lozano L. 35. Wheat LJ, Azar MM, Bahr NC, Spec A, Relich Principios físicoquímicos de los colorantes utili- RF, Hage C. Histoplasmosis. Infect Dis Clin North zados en microbiología. Nova 2020;18:73-100. Am 2016;30:207-227. https://doi.org/10.1016/j. https://doi.org/10.22490/24629448.3701. idc.2015.10.009. 27. Rosati LA, Leslie KO. 6 - Lung infections. In: 36. López CE. Dimorfismo y patogenia de Histo- Leslie KO, Wick MR, eds. Practical Pulmonary plasma capsulatum. Rev Argent Microbiol Pathology: A Diagnostic Approach. 2nd ed. 2006;38:235-242. Philadelphia: W.B. Saunders; 2011. p. 137-211. 37. Centers for Disease Control and Prevention https://doi.org/10.1016/B978-1-4160-5770- (CDC). Pneumocystis pneumonia. Fungal di- 3.00006-7. seases. Atlanta, USA: Centers for Disease Con- 690 Volumen 25, Número 4, 2021
Diagnóstico microbiológico en lavado broncoalveolar. Revisión de la literatura trol and Prevention; 2020. Acceso 18 de abril gi]. Rev Chilena Infectol 2014;31:173-179. https:// de 2021. Disponible en https://www.cdc.gov/ doi.org/10.4067/s0716-10182014000200008. fungal/diseases/pneumocystis-pneumonia/in- 47. Mantadakis E. Pneumocystis jirovecii pneumo- dex.html. nia in children with hematological malignan- 38. Rapidmicrobiology. Gomori's methenamine cies: Diagnosis and approaches to manage- silver staining kit for fungi detection. Ireland: ment. J Fungi (Basel) 2020;6:331. https://doi. Rapid Test Methods Ltd, Sigma-Aldrich Corp; org/10.3390/jof6040331. 2010. Acceso 13 de abril de 2021. Disponible 48. Hayden RT, Uhl JR, Qian X, Hopkins MK, en https://www.rapidmicrobiology.com/news/ Aubry MC, Limper AH, et al. Direct detection gomoris-methenamine-silver-staining-kit-for- of Legionella species from bronchoalveolar la- fungi-detection. vage and open lung biopsy specimens: com- 39. Muñoz CO, Cano LE, González A. Detección parison of LightCycler PCR, in situ hybridiza- e identificación de Histoplasma capsulatum tion, direct fluorescence antigen detection, por el laboratorio: de los métodos conven- and culture. J Clin Microbiol 2001;39:2618- cionales a las pruebas moleculares. Infectio 2626. https://doi.org/10.1128/jcm.39.7.2618- 2010;14:s145-s158. 2626.2001. 40. Maniscalchi-Badaoui MT, Lemus-Espinoza D. 49. Fernández-Cruz A, Magira E, Heo ST, Evans Mecanismos de evasión de Histoplasma capsu- S, Tarrand J, Kontoyiannis DP. Bronchoalveo- latum en los fagocitos. Rev Soc Ven Microbiol lar lavage fluid cytology in culture-documented 2006;26:6-13. invasive pulmonary aspergillosis in patients 41. Cuervo-Maldonado SI, Gómez-Rincón JC, with hematologic diseases: Analysis of 67 epi- Rivas P, Guevara FO. Actualización en aspergi- sodes. J Clin Microbiol 2018;56. https://doi. losis con énfasis en aspergilosis invasora. Infec- org/10.1128/jcm.00962-18. tio 2010;14:131-144. https://doi.org/10.1016/ 50. Roży A, Duk K, Szumna B, Skrońska P, Gaw- S0123-9392(10)70131-4. ryluk D, Chorostowska-Wynimko J. Effective- 42. Rodiño J, Rincón N, Aguilar YA, Rueda ZV, He- ness of PCR and immunofluorescence techni- rrera M, Vélez LA. Diagnóstico microscópico de ques for detecting human cytomegalovirus in neumonía por Pneumocystis jirovecii en mues- blood and bronchoalveolar lavage fluid. Adv tras de lavado broncoalveolar y lavado orofarín- Exp Med Biol 2016;921:21-26. https://doi. geo de pacientes inmunocomprometidos con org/10.1007/5584_2016_246. neumonía. Biomédica 1969;31:222-231. https:// 51. Davidson KR, Ha DM, Schwarz MI, Chan ED. doi.org/10.7705/biomedica.v31i2.307. Bronchoalveolar lavage as a diagnostic proce- 43. Raju K. Evolution of Pap Stain. Biomed Res Ther dure: a review of known cellular and molecular 2016;3:6. https://doi.org/10.7603/s40730-016- findings in various lung diseases. J Thorac Dis 0006-8. 2020;12:4991-5019. 44. Ullmann AJ, Aguado JM, Arikan-Akdagli 52. Musher B, Fredricks D, Leisenring W, Balajee S, Denning DW, Groll AH, Lagrou K, et al. SA, Smith C, Marr KA. Aspergillus galactoman- Diagnosis and management of Aspergillus nan enzyme immunoassay and quantitative diseases: executive summary of the 2017 PCR for diagnosis of invasive aspergillosis with ESCMID-ECMM-ERS guideline. Clin Microbiol bronchoalveolar lavage fluid. J Clin Microbiol Infect 2018;24 Suppl 1:e1-e38. https://doi. 2004;42:5517-5522. https://doi.org/10.1128/ org/10.1016/j.cmi.2018.01.002. jcm.42.12.5517-5522.2004. 45. Cuenca-Estrella M, Bassetti M, Lass-Flörl C, 53. Jacobs JA, Stobberingh EE, Cornelissen Rácil Z, Richardson M, Rogers TR. Detection EIM, Drent M. Detection of Streptococcus and investigation of invasive mould disease. J pneumoniae antigen in bronchoalveolar lava- Antimicrob Chemother 2011;66 Suppl 1:i15- ge fluid samples by a rapid immunochroma- 24. https://doi.org/10.1093/jac/dkq438. tographic membrane assay. J Clin Microbiol 46. Cruz R. [Laboratory guidelines for diagnosis of in- 2005;43:4037-4040. https://doi.org/10.1128/ vasive fungal disease caused by filamentous fun- JCM.43.8.4037-4040.2005. Volumen 25, Número 4, 2021 691
Alzate-Rincón CM, Loaiza-Díaz N, Aguilar Y 54. Scharmann U, Verhasselt HL, Kirchhoff L, Buer 63. Pendleton KM, Erb-Downward JR, Bao Y, J, Rath PM, Steinmann J, et al. Evaluation of two Branton WR, Falkowski NR, Newton DW, et lateral flow assays in BAL fluids for the detection al. Rapid pathogen identification in bacterial of invasive pulmonary aspergillosis: A retrospec- pneumonia using real-time metagenomics. Am tive two-centre study. Mycoses 2020;63:1362- J Respir Crit Care Med 2017;196:1610-1612. 1367. https://doi.org/10.1111/myc.13176. https://doi.org/10.1164/rccm.201703-0537LE. 55. Barrera-Ramírez L, Drago-Serrano M, Pérez- 64. Young JC, Chehoud C, Bittinger K, Bailey Ramos J, Sainz Espuñes T, Zamora A, Gómez- A, Diamond JM, Cantu E, et al. Viral metage- Arroyo F, et al. Citometría de flujo: vínculo en- nomics reveal blooms of anelloviruses in the tre la investigación básica y la aplicación clínica. respiratory tract of lung transplant recipients. Rev Inst Nal Enf Resp Mex 2004;17:42-55. Am J Transplant 2015;15:200-209. https://doi. 56. McKinnon KM. Flow cytometry: An overview. org/10.1111/ajt.13031. Curr Protoc Immunol 2018;120:5.1.1-5.1.11. 65. Schneeberger PHH, Prescod J, Levy L, https://doi.org/10.1002/cpim.40. Hwang D, Martinu T, Coburn B. Microbiota 57. Alvarez-Barrientos A, Arroyo J, Cantón R, analysis optimization for human bronchoal- Nombela C, Sánchez-Pérez M. Applications veolar lavage fluid. Microbiome 2019;7:141. of flow cytometry to clinical microbiology. Cli- https://doi.org/10.1186/s40168-019-0755-x. nical microbiology reviews 2000;13:167-195. 66. Jahromi R, Avazpour A, Jahromi M, Alavi https://doi.org/10.1128/CMR.13.2.167. J. COVID-19 with positive bronchoalveolar 58. Huang W, Berube J, McNamara M, Sakse- lavage fluid but negative nasopharyngeal na S, Hartman M, Arshad T, et al. Lympho- and oropharyngeal swabs: A case report and cyte subset counts in COVID-19 patients: A insights. Indian J Case Reports 2020;6:380- meta-analysis. Cytometry A 2020;97:772-776. 382. https://doi.org/10.32677/IJCR.2020.v06. https://doi.org/10.1002/cyto.a.24172. i07.010. 59. Mok JH, Eom JS, Jo EJ, Kim MH, Lee K, Kim 67. Baron A, Hachem M, Tran Van Nhieu J, Bot- KU, et al. Clinical utility of rapid pathogen terel F, Fourati S, Carteaux G, et al. Bron- identification using matrix-assisted laser des- choalveolar lavage in patients with COVID-19 orption/ionization time-of-flight mass spectro- with invasive mechanical ventilation for acute metry in ventilated patients with pneumonia: respiratory distress syndrome. Ann Am Thorac A pilot study. Respirology 2016;21:321-328. Soc 2021;18:723-726. https://doi.org/10.1513/ https://doi.org/10.1111/resp.12677. AnnalsATS.202007-868RL. 60. Ullberg M, Lüthje P, Mölling P, Strålin K, 68. Kadmon G, Levy I, Mandelboim M, Nahum Özenci V. Broad-range detection of microor- E, Stein J, Dovrat S, et al. Polymerase-chain- ganisms directly from bronchoalveolar lavage reaction-based diagnosis of viral pulmonary specimens by PCR/Electrospray Ionization-Mass infections in immunocompromised children. Spectrometry. PLoS One 2017;12:e0170033. Acta Paediatr 2013;102:e263-268. https://doi. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0170033. org/10.1111/apa.12207. 61. Ragupathi NKD, Bakthavatchalam YD, 69. Ogimi C, Waghmare AA, Kuypers JM, Xie H, Mathur P, Pragasam AK, Walia K, Ohri VC, Yeung CC, Leisenring WM, et al. Clinical signifi- et al. Plasmid profiles among some ESKAPE cance of human coronavirus in bronchoalveolar pathogens in a tertiary care centre in south lavage samples from hematopoietic cell trans- India. Indian J Med Res 2019;149:222-231. plant recipients and patients with hematologic https://doi.org/10.4103/ijmr.IJMR_2098_17. malignancies. Clin Infect Dis 2017;64:1532- 62. Li Y, Sun B, Tang X, Liu YL, He HY, Li XY, et al. 1539. https://doi.org/10.1093/cid/cix160. Application of metagenomic next-generation 70. Bogoch, II, Andrews JR, Zachary KC, Hoh- sequencing for bronchoalveolar lavage diag- mann EL. Diagnosis of influenza from lower nostics in critically ill patients. Eur J Clin Micro- respiratory tract sampling after negative upper biol Infect Dis 2020;39:369-374. https://doi. respiratory tract sampling. Virulence 2013;4:82- org/10.1007/s10096-019-03734-5. 84. https://doi.org/10.4161/viru.22466. 692 Volumen 25, Número 4, 2021
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