CAMPUS AGROALIMENTARIO - Proyectos Campus Científicos de Verano 2015

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Proyectos Campus Científicos de Verano 2015

                                                     CAMPUS AGROALIMENTARIO
                                                        Universidad de Córdoba
                                                      http:// http://www.ceia3.es/
Cultivos celulares primarios: obtención y desarrollo de un cultivo de
neuronas embrionarias in vitro.

Institución/Departamento: Universidad de Córdoba. Departamento de Biología Celular, Fisiología e
Inmunología.
Área: Biología celular.
Resumen:
Mediante la realización de este proyecto se pretende que el alumnado conozca los requerimientos, métodos
y aplicaciones de la experimentación con cultivos de células eucariotas (neuronas) in vitro como una de las
técnicas básicas de investigación en diferentes disciplinas científicas genéricamente denominadas
Biociencias (Biología, Bioquímica, Medicina, etc.).
Durante el desarrollo del Proyecto se observarán y manipularán células vivas y se realizará un acercamiento
a la realidad de la investigación en Biología, Bioquímica, Medicina, etc.

Este proyecto se llevará a cabo en 5 sesiones que se detallan a continuación y en las que previamente, el
profesorado explicará los fundamentos teóricos:

1ªsesión. Esta sesión se iniciará con una visita al laboratorio de cultivos de Investigación del Departamento
de Biología Celular, Fisiología e Inmunología donde se describirán las áreas del mismo: zona de preparación
de material, zona de lavado, zona de manipulación estéril (sala blanca), zona de conservación en frío (salas
frigoríficas, congeladores de -20ºC, -80ºC y contenedores de nitrógeno líquido) y almacén de material
específico de cultivos.
A continuación cada alumno trabajará en el laboratorio de prácticas donde encontrará un puesto de trabajo
con el material necesario para la obtención y mantenimiento in vitro de un cultivo primario, y que empleará
en las siguientes sesiones. Este material (puntas de pipeta, viales plásticos, pipetas, pinzas y tijeras,
recipientes de cristal, etc.) se manipulará para su esterilización en horno o autoclave. Para ello, se clasificará
el material según el procedimiento de esterilización a emplear así como se prepararán filtros para la
esterilización de soluciones líquidas.
Para finalizar esta sesión, los alumnos prepararán el medio de cultivo en condiciones de esterilidad (Cabina
de flujo). Para ello, cada alumno recibirá un medio nutritivo estéril al que deberá complementar mediante la
adición de diferentes alícuotas (antibiótico, L-glutamina, etc.) y que empleará en las siguientes sesiones.

Sesión 2. Esta sesión se iniciará con la explicación razonada del procedimiento a desarrollar que constituye la
parte central de este Proyecto. Se darán indicaciones técnicas detalladas con objeto de alcanzar
satisfactoriamente los objetivos de la experiencia. Así, y brevemente, cada alumno llevará a cabo la
extracción del embrión de pollo en condiciones de esterilizad, extirpará sus hemisferios que someterá a un
proceso enzimático y mecánico con objeto de obtener una suspensión celular. Durante este proceso, se

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*Este documento solo tiene validez a título informativo para aquellos candidatos que hayan sido seleccionados para participar en Campus Científicos de Verano 2015 según lista de resolución
publicada en www.campuscientificos.es.

llevarán a cabo diferentes centrifugaciones y filtraciones al objeto de eliminar restos celulares y agregaciones
y obtener una población enriquecida en neuronas.
Finalmente, se realizará la siembra de la suspensión celular en placas de cultivo, se observará al microscopio
óptico invertido y se trasladará al incubador de CO2 para que se inicie su desarrollo in vitro.

Sesión 3. En esta sesión, y una vez transcurridas 24 horas de cultivo, se recogerán las placas del incubador y
se observarán al microscopio invertido prestando especial atención al color del medio de cultivo, a la
densidad celular, a su aspecto y morfología como método básico para determinar posibles contaminaciones
microbianas (bacterias, etc.). El alumno realizará sus correspondientes anotaciones y dibujos en un cuaderno
de laboratorio sobre su identificación de los tipos celulares adherentes (fibroblastos y células de glía)
distinguiendo las neuronas en base a su característica morfología. Asimismo, también observará células en
suspensión así como la de agregados y otras formaciones que deberán ser interpretadas con las
explicaciones previas del profesorado.
La sesión continuará mediante la realización de un subcultivo que consistirá en el levantamiento de las
células adherentes, el recuento de su número así como la viabilidad de las mismas (test de exclusión del
colorante azul tripán). Para ello, las células se incubarán con una solución enzimática (tripsina) y la
suspensión celular resultante se aislará mediante centrifugación y posterior lavado con solución de Hank.
Con objeto de determinar el número o densidad celular así como el porcentaje de células vivas (viabilidad),
una alícuota de la solución celular se cargará en una cámara de Neubauer o hemocitómetro.

Sesión 4. El/la alumno/a transferirá los datos de su cuaderno de laboratorio al documento resumen del
Proyecto. Éste tendrá formato único y contendrá los fundamentos teóricos, los procedimientos y las
técnicas, etc. y deberá ser completado de manera individualizada rellenando los aparatados que se indique.
Durante esta sesión se recapitularán las sesiones anteriores, aclararán las dudas que aún pudieran persistir y
se discutirán los aspectos de mayor interés del proyecto. Por último se realizarán los cálculos para expresar
correctamente los parámetros cuantificados como resultados de la experiencia.

Sesión 5. Durante esta sesión, cada alumno presentará al resto de participantes en el Campus, los resultados
e impresiones obtenidos por medio de una presentación preferiblemente en formato powerpoint.
Para ello, pondrá en antecedentes la temática del proyecto (introducción), reflejará los objetivos
perseguidos, los materiales y métodos empleados, los resultados obtenidos y los esperados para finalmente
hacer una relación de las conclusiones.

Referencias recomendadas:
- La célula de Cooper. Ed Marbán, Sexta Edición 2014 y anteriores
- http://www.educaweb.com/curso/desarrollo-tecnicas-cultivo-celulares-263684/
- http://www.ite.educacion.es/profesores/asignaturas/biologia_y_geologia/
- http://www.biologia.arizona.edu/
- http://www.ub.edu/biocel/?lang=es.
- http://www.cultek.com/aplicaciones.asp?P=Aplicacion_Cultivos_Celulares&opc=introduccion
- http://escuela2punto0.educarex.es/Ciencias/Biologia_Geologia/Laboratorios_Virtuales_Biologia_Ge
ologia/Microscopio_Virtual/
- http://www.biologia.edu.ar/microscopia/microscopia1.htm

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*Este documento solo tiene validez a título informativo para aquellos candidatos que hayan sido seleccionados para participar en Campus Científicos de Verano 2015 según lista de resolución
publicada en www.campuscientificos.es.

BactoClean. Descontaminando nuestro entorno.

Institución/Departamento: Universidad de Córdoba. Facultad de Ciencias. Departamento de Bioquímica y
Biología Molecular.
Área: Bioquímica.
Resumen:
El objetivo principal del proyecto es introducir a jóvenes estudiantes de ciencias en el desarrollo de
actividades de investigación guiadas por el descubrimiento, destacando la importancia de los seres vivos
como herramientas para solucionar problemas reales. Es un proyecto transversal y multidisciplinar donde se
aúnan conceptos y técnicas de física, química, biología, medioambiente y matemáticas.

Los participantes en este proyecto se integrarán como parte de un grupo de investigación y afrontan las
fases de diseño, desarrollo e interpretación de sus propias ideas, planes y resultados. De esta forma, los
alumnos alcanzarán las competencias básicas del trabajo científico y el desarrollo del pensamiento crítico.

El interés de este método radica en aprovechar la versatilidad metabólica de las bacterias para eliminar
moléculas tóxicas y persistentes. A partir de cultivos bacterianos heterogéneos, los alumnos realizarán un
proceso de enriquecimiento y selección de bacterias que degraden 2,4-dinitrofenol (2,4-DNP), aplicando el
método más extendido para la búsqueda de microorganismos silvestres con utilidad biotecnológica.
A continuación, se centrarán en el género Rhodococcus para caracterizar la degradación del 2,4-DNP. Para
ello, aplicarán técnicas de cultivo bacteriano en medio líquido y sólido, manteniendo siempre las condiciones
de esterilidad y respetando las normas de bioseguridad, imprescindibles al trabajar con organismos vivos.
Además, seguirán la cinética del consumo del contaminante por espectrofotometría ultravioleta/visible y
purificarán o visualizarán distintos biopolímeros como el DNA o los bioplásticos sintetizados.
Por último, analizarán los resultados y discutirán el proyecto de forma holística, buscando su aplicabilidad,
lo que fomentará la comunicación, el trabajo en equipo y el espíritu emprendedor del alumnado.

Las sesiones de este proyecto serán las siguientes:

Sesión 1. En esta sesión, los alumnos se asomarán al mundo científico desde una nueva perspectiva: el uso
de los microorganismos como herramientas contra la contaminación ambiental. Además, habrán aprendido
a desarrollar una estrategia frente a un contaminante concreto y a trabajar con los medios y soluciones
necesarias como paso inicial para conseguir su objetivo.
También conocerán el uso del material común de laboratorio (micropipetas, probetas, vasos de precipitado,
etc.) y las principales técnicas de cultivo de microorganismos, tanto en medio líquido como sólido, así como
las distintas formas de mantener la esterilidad.

Sesión 2. Al término de esta sesión los alumnos se sentirán parte de un grupo de investigación con una
dilatada trayectoria científica. Además, habrán reforzado sus conocimientos sobre el manejo de aparatos y
utensilios de uso habitual en laboratorios de nuestra área de investigación. Aprenderán a preparar un medio
de cultivo. Realizarán un seguimiento del crecimiento celular de un cultivo bacteriano a lo largo del tiempo.
Para ello se iniciarán en la recogida de muestras en esterilidad que posteriormente analizarán mediante
turbidimetría. Conocerán el fundamento teórico de dicha técnica y el manejo de un espectrofotómetro.

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Durante el proceso aprenderán la importancia de hacer un blanco previo a la anotación de la densidad óptica
del cultivo. Prepararán diluciones seriadas a partir de un cultivo bacteriano, tomarán una alícuota de cada
una de ellas, que a continuación sembrarán en placas de Petri.

Sesión 3. Durante esta sesión, los participantes descubrirán un laboratorio de investigación real y se
sorprenderán al comprobar la aplicabilidad de su trabajo. Aprenderán a elegir el método adecuado para
aislar los diferentes componentes celulares, valorando las ventajas e inconvenientes de cada uno. Sabrán
cuantificar la proteína de una muestra y serán capaces de visualizar el DNA y los bioplásticos.

Sesión 4. Al final de esta sesión los alumnos habrán adquirido nociones básicas necesarias para la búsqueda
de artículos científicos en las bases de datos. Manejarán un programa informático (Excel) con el que
representarán las curvas de crecimiento, consumo del 2,4-DNP o amonio de un cultivo a lo largo del tiempo.
Aprenderán a determinar la concentración de proteína que tiene un extracto celular extrapolando los
valores de absorbancia obtenidos en sus experimentos en una recta de calibrado. Aplicabilidad y
emprendimiento.

Sesión 5. La presentación de resultados se realizará en PowerPoint o en Prezzi e incluirá los fundamentos
teóricos, los objetivos, los materiales y métodos empleados y los resultados obtenidos, integrando las
fotografías tomadas en las distintas actividades. Por último, los alumnos debatirán sobre las vías para la
continuidad de este tipo de investigaciones y la posibilidad de abrir nuevos campos de investigación o
aplicaciones biotecnológicas, lo que permitirá abordar el emprendimiento en el ámbito científico-
empresarial.

Referencias recomendadas

- http://www.historiasdeluz.es/historia-del-dia/sostenibilidad/una-bacteria-cordobesa-que-come-
cianuro-convierte-los-residuos-toxicos-de-la-joyeria-en-bioplastico
- http://www.albertoredondo.tv/series/es/10/
- http://www.uhu.es/quimiorg/uv2.html
- https://www.youtube.com/watch?v=SWicw3NyI68
- http://elpais.com/diario/2010/10/12/andalucia/1286835733_850215.html
- http://www.elmundo.es/elmundo/2009/07/20/andalucia/1248086195.html
- http://sevilla.abc.es/hemeroteca/historico-21-07-2009/sevilla/Cordoba/la-uco-patenta-un-metodo-
bacteriano-para-lograr-la-degradacion-del-cianuro-en-la-industria-joyera_922703455846.html
- http://www.ecologiaverde.com/una-bacteria-que-come-cianuro-y-produce-bioplastico/
- http://sevilla.abc.es/hemeroteca/historico-21-07-2009/sevilla/Cordoba/la-uco-patenta-un-metodo-
bacteriano-para-lograr-la-degradacion-del-cianuro-en-la-industria-joyera_922703455846.html
- Brock. Microbiología de los microorganismos. Madigan, M.T., Martinko, J.M. y Parker, J. PEARSON
EDUCACIÓN, S.A., Madrid 2004.
- Biotecnología ambiental. Castillo, F., Roldán, M.D., Blasco, R., Huertas, M.J., Caballero, F.J., Moreno-
Vivián, C. y Luque-Romero, M.M. Editorial TÉBAR S.L., Madrid, 2005.
- Ecología microbiana y Microbiología Ambiental. Richard Bartha, Addison-Wesley, 2001.

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¿Qué contiene el aire que respiramos? El porqué de las alergias

Institución/Departamento: Universidad de Córdoba. Facultad de Ciencias. Departamento de Botánica,
Ecología y Fisiología Vegetal.
Área: Botánica.
Resumen:
Diversos estudios epidemiológicos han demostrado un aumento de las enfermedades alérgicas en los
últimos años. Los granos de polen, junto con las esporas de hongos, constituyen una de las fuentes
principales de alérgenos que causan enfermedades alérgicas en la población. Del estudio de estas partículas
biológicas en el aire es de lo que se encarga la Aerobiología.
Los estudios de Aerobiología en la Universidad de Córdoba comenzaron en los años 80 con el estudio del
contenido polínico de la atmósfera de Córdoba. En 1992, se constituyó la Red Andaluza de Aerobiología
(RAA), de forma paralela a la constitución de la Red Española de Aerobiología (REA). En el Grupo de
Aerobiología de la Universidad de Córdoba se ubica el centro coordinador de ambas redes.
El objetivo principal de estas Redes es analizar las partículas biológicas del aire, mediante captadores
aerobiológicos, distribuidos por toda la geografía andaluza y española. De esta forma, se pueden facilitar
datos de los niveles de granos de polen y esporas de hongos del aire, así como previsiones de la calidad
biológica del aire, con interés tanto a nivel sanitario, para pacientes alérgicos y profesionales de este campo,
como a nivel medioambiental y agrícola.
En la REA se utilizan de forma normalizada captadores de partículas volumétricos por succión, basados en el
principio del impacto (Hirst, 1952). Estos captadores permiten obtener datos homologables
independientemente de las características biogeográficas y bioclimáticas de la zona en la que se realice el
muestreo. Se trata de un sistema de monitorizaje utilizado por todos los grupos de trabajo de los diferentes
países componentes en la European Aeroallergen Network (EAN) en la cual se encuentra integrada la REA.

A lo largo de las sesiones que se proponen en este proyecto, los alumnos estudiarán el origen de las
partículas biológicas que provocan alergia, las especies de las que proceden, los mecanismos que provocan
los diferentes síntomas de la alergia y la función biológica de estas partículas más allá de ser la causa de
alergia más común entre humanos. Aprenderán a reconocer diferentes especies vegetales y fúngicas
productoras de las partículas biológicas del aire, y conocerán el proceso de formación de éstas. Aprenderán
de forma práctica el manejo de distintos captadores de partículas aerobiológicas y el procesamiento de las
muestras resultantes para su análisis. Por otro lado, podrán identificar bajo microscopio granos de polen y
esporas de hongos de las especies más representativas desde el punto de vista alergénico.

Sesión 1. A lo largo de esta sesión, los alumnos estudiarán algunas especies arbóreas ornamentales comunes
en las ciudades. Se realizará un paseo por todo el Campus y, con la ayuda de unas claves basadas en las
hojas, podrán llegar a reconocer la especie o el género en cuestión.
Los alumnos podrán descubrir la importancia de las distintas partes de la flor en la biología reproductora de
las plantas. Estudiarán diferentes tipos de flores y sus características, dependiendo del tipo de polinización,
con la observación de ejemplos representativos en lupas binoculares.

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Sesión 2. A lo largo de esta sesión, se introducirán los términos básicos sobre la aerobiología, metodología y
aplicaciones prácticas. Se hará hincapié en conceptos clave como granos de polen y esporas de hongos
(función biológica, forma), los procesos de emisión, transporte y/o dispersión y deposición y la reacción
antígeno-anticuerpo que desencadena la respuesta inmune. Se mostrarán los diferentes tipos de muestreo
aerobiológico. Durante este tiempo, se dejará funcionando un captador portátil para estudiar
posteriormente en el laboratorio las partículas biológicas detectadas del aire.
Durante la segunda parte de la sesión se mostrará al alumnado el manejo de un captador aerobiológico del
tipo Hirst, cuáles son sus partes y su funcionamiento. Posteriormente podrán aprender las técnicas del
montaje de las muestras obtenidas para su observación al microscopio óptico.

Sesión 3. En esta sesión, los alumnos podrán extraer los granos de polen de las anteras de flores que se les
facilitarán y preparar muestras para la realización de una palinoteca de referencia. Las palinotecas de
referencia son colecciones de muestras de polen de distintas especies y son de gran utilidad para reconocer
granos de polen en los muestreos del aire, donde encontraremos una gran diversidad de granos de polen.
Durante la segunda parte de esta sesión, se presentará a los alumnos unas nociones teóricas básicas sobre
micología y sus aplicaciones en Aerobiología. Estudiarán esporas de las especies más representativas. Por
otro lado, podrán observar colonias de hongos en crecimiento sobre alimentos y prepararán muestras de
esporas de hongos a partir de las colonias en crecimiento.

Sesión 4. Los alumnos trabajarán en pequeños grupos que dispondrán de un captador aerobiológico portátil
con el que realizarán un muestreo de 1 hora. Trascurrido este tiempo, los alumnos prepararán en el
laboratorio las muestras obtenidas para observarlas al microscopio óptico y descubrir lo que han capturado.
Se proporcionará a los alumnos muestras de diferentes épocas de año obtenidas con el captador fijo del
Campus de Rabanales. En ellas podrán observar diferentes tipos polínicos y esporas de hongos que se
pueden encontrar a lo largo del año y cómo varían sus concentraciones.

Sesión 5. Los alumnos realizarán una presentación Power Point en la que deberán exponer de forma
ordenada y concisa lo desarrollado durante el proyecto. La presentación deberá constar de introducción,
metodología y materiales utilizados, resultados obtenidos en modo de fotos, gráficos, tablas, etc.

Referencias recomendadas
- Cariñanos, P., Galán, C., Alcázar, P., & Domínguez, E. (2007). Analysis of solid particulate matter
suspended in the air of Córdoba. Annals of Agricultural and Environmental Medicine, 14(2), 219.
- Domínguez, E., P. Cariñanos, C. Galán, F. Guerra, F. Infante & F. Villamandos. 1995. Airborne pollen
concentrations, solid particle content in the air and allergy symptoms in Córdoba (Spain).
- Galán, C., Cariñanos, P., Alcázar, P., Domínguez-Vilches, E. (2007). Manual de Calidad y Gestión de la
Red Española de Aerobiología. Servicio de Publicaciones. Universidad de Córdoba.
- Sánchez-Mesa, J. A., Serrano, P., Cariñanos, P., Prieto-Baena, J. C., Moreno, C., Guerra, F., & Galán, C.
(2005). Pollen allergy in Cordoba city: frequency of sensitization and relation with antihistamine
sales. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology, 15(1), 50-56.
- Trigo, M.M., Jato, V., Fernández, D., Galán, C. (2008). Atlas aeropalinológico de España.
- Velasco-Jiménez, M. J., Alcázar, P., Domínguez-Vilches, E., & Galán, C. (2013). Comparative study of
airborne pollen counts located in different areas of the city of Córdoba. Aerobiologia, 29(1), 113-120.

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Estudio de campo sobre la diversidad de fauna

Institución/Departamento: Universidad de Córdoba. Facultad de Ciencias. Departamento de Zoología.
Área: Zoología.
Resumen:
El objetivo principal de este proyecto es introducir a los alumnos en el estudio de la biodiversidad y la
importancia que ésta tiene en la conservación de los ecosistemas y su influencia en la calidad de vida en las
personas.

Este curso está pensado para realizarse en su totalidad en el campo. El lugar será la Finca Román Pérez
donde se encuentra una estación experimental de la Universidad de Córdoba. Este enclave alberga una
tremenda biodiversidad con más de cien especies de aves censadas. Sus biotopos son muy variados y bien
conservados dominando la dehesa, el monte bajo y el pastizal, pero también hay arroyos, charcas, roquedos
y bosque mediterráneo.
Se encuentra a sólo 2000 metros del Campus de Rabanales por lo que los alumnos se desplazarán cómoda y
ecológicamente al lugar en unas bicicletas del propio campus.

Sesión 1ª. El primer día se dedicará al estudio de los mamíferos, en la zona hay zorros, jabalíes, nutrias,
tejones, garduñas, jinetas, meloncillos, comadrejas, erizos, libres, conejos, varios tipos de roedores además
de varias especies murciélagos. Los alumnos aprenderán a conocer las huellas y señales dejadas por los
mamíferos, realizarán moldes de huellas en yeso. Aprenderán el manejo de las cámaras de fototrampeo y
colocarán unas cámaras ellos mismos que durante el resto de la semana estarán registrando a los animales
que pasen frente a ellas, tanto de día como de noche. El último día las recogerán para comprobar y evaluar
los resultados.

Sesión 2ª. El segundo día estará dedicado al estudio de los invertebrados terrestres, los alumnos utilizarán
trampas de caída para muestrear diferentes grupos como hormigas, coleópteros, arácnidos, miriápodos…
Utilizarán un sistema para estudiar la fauna del suelo tomando muestras de tierra y utilizando diferentes
métodos para localizar los pequeños invertebrados que viven en esta capa del mantillo. Realizarán un
transecto lineal para estudiar las mariposas y buscarán invertebrados en troncos, piedras, la vegetación etc…
A continuación se identificarán los ejemplares y se hablará sobre su biología y su importancia como
bioindicadores. Muestrearán también los macroinvertebrados acuáticos de un arroyo de la zona y analizarán
su importancia como bioindicadores zoológicos.

Sesión 3ª. El tercer día está dedicado al estudio de las aves, se realizará un transecto lineal y una estación de
escucha para aprender los diferentes cantos de las aves de la zona y participarán en una jornada de captura
de aves y anillamiento científico de la mano de especialistas. Revisarán cajas anidaderas y aprenderán a
colocar cámaras para filmar en el interior de los nidos. Además aprenderán a camuflarse con redes para
observar aves.
Cabe esperar que, al finalizar esta sesión, los alumnos aprendan a reconocer un buen número de aves de la
zona, tanto de visu, como en la mano e incluso por sus cantos.

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Sesión 4ª. Los alumnos aprenderán a muestrear la fauna acuática de un arroyo y de una charca y a conocer
los principales grupos de macroinvertebrados acuáticos. Aprenderán el concepto de bioindicador zoológico y
la utilidad de usar estos métodos frente a los análisis fisicoquímicos para tomar decisiones en la gestión
ambiental.
Se espera grabar varias especies de mamíferos y que los alumnos se sorprendan con la rica fauna que nos
rodea y que habitualmente resulta invisible a nuestros ojos.

Sesión 5ª. Para la exposición de los resultados los alumnos utilizarán una presentación en Power Point
complementada por un vídeo que realizarán ellos mismos sobre su trabajo.
Durante el curso se les darán unas directrices para la toma de imágenes y para la edición del vídeo por ellos
mismos.

Referencias recomendadas

- Guía de campo de las de Aves de Europa - Svensson - Ed. Omega 2013.
- Guía de Campo de la Mariposas de España y de Europa L.G. Higgins, N.D. Riley. Ed Omega 1980
- Guía de insectos de España y de Europa M. Chinery M. Ed. Omega 1980
- Guía de Campo de Los Mamíferos de España y de Europa. MacDonald, D. y Barrett. Ed. Omega 2008
- Intercalibración de la metodología GUADALMED. Selección de un protocolo de muestreo para la
determinación del estado ecológico de los ríos mediterráneos. Bonada et al. Limnetica 21(3-4): 13-33
(2002)
- CARTER, J. L. & V. H. RESH. 2001. After site selection and before data analysis: sampling, sorting, and
laboratory procedures used in stream benthic macroinvertebrate monitoring programs by USA state
agencies. J. N. Am. Benthol. Soc., 20: 658-682.
- Sistematización de imágenes obtenidas por fototrampeo: una propuesta de ficha. Botello et al.
Revista Mexicana de Biodiversidad 78: 207- 210, 2007
- Carthew, S. M. y E Slater, 1991. Monitoring animal activity with automated photography. Journal of
Wildlife Management 55: 689-692.
- Análisis comparativo de cinco sistemas de muestreo del uso del espacio en aves forestales. LM
Carrascal - Ardeola, 1983
- Distribución e intensidad de los estudios faunísticos sobre mariposas diurnas en la Península Ibérica
e Islas Baleares (Lepidoptera, Papilionoidea y Hesperioidea). Helena Romo Benito y Enrique García-
Barros. Graellsia: revista de zoología, Vol. 61, Nº. 1, 2005 , págs. 37-50

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