DX CT/NG/MG AUTO ASSAY 37015 - Bio-Rad Laboratories
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DX CT/NG/MG AUTO ASSAY
5 x 96 37015
Detección directa de Chlamydia trachomatis,
Neisseria gonorrhoeae y Mycoplasma genitalium
mediante PCR en tiempo real
*
881106 - 2013/02Tabla de Contenidos
1- CAMPO DE APLICACIÓN ............................................................37
2- RESUMEN Y EXPLICACIÓN DE LA PRUEBA .............................37
3- PRINCIPIOS DEL PROCEDIMIENTO ...........................................38
4- REACTIVOS ..................................................................................39
5- PRECAUCIONES DE USO ...........................................................40
6- MUESTRAS ..................................................................................42
7- PROCEDIMIENTO .......................................................................43
8- LIMITACIONES DE LA PRUEBA .................................................50
9- VALORES ESPERADOS ..............................................................51
10- CARACTERÍSTICAS DE LOS RESULTADOS .............................53
11- REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS .............................................69
36 [ES]1. CAMPO DE APLICACIÓN
El Dx CT/NG/MG Auto Assay es un kit de pruebas de amplificación in vitro de
ácido nucleico múltiplex cualitativo en un solo tubo que permite la detección
directa de Chlamydia trachomatis, Neisseria gonorrhoeae y Mycoplasma
genitalium en muestras clínicas de individuos sintomáticos y asintomáticos.
Dx CT/NG/MG Auto Assay está previsto para ser utilizado con muestras
endocervicales, vaginales, anorectales (masculinas y femeninas) obtenidas
mediante hisopo y tomadas por médicos1, muestras vaginales obtenidas
mediante hisopo tomadas por pacientes1, y muestras de orina masculinas
y femeninas.
1
Recogidas con el Dx Collection System 50-F de Bio-Rad (cat. n.º 37012).
2. RESUMEN Y EXPLICACIÓN DE LA PRUEBA
La Chlamydia trachomatis es una bacteria parásita intracelular estricta
que provoca la infección de transmisión sexual más común en los países
industrializados, con aproximadamente 89 millones de casos nuevos cada
año según la OMS (1). A menudo, las infecciones por Chlamydia trachomatis
son asintomáticas tanto en hombres como en mujeres, y si no se tratan
pueden implicar consecuencias clínicas muy graves, como la enfermedad
pélvica inflamatoria (EPI), embarazos extrauterinos, infertilidad tubárica (2)
en las mujeres, o uretritis no gonocócica y epididimitis en los hombres (3).
Las pruebas diagnósticas moleculares, al tener una mayor sensibilidad y
especificidad en comparación con otras tecnologías existentes, están
sumamente recomendadas para la detección de infecciones por Chlamydia
trachomatis (4).
La Neisseria gonorrhoeae es una bacteria diplococo gram negativo que
provoca aproximadamente 62 millones de casos nuevos de gonorrea en
todo el mundo cada año (1). Las consecuencias clínicas son similares a las
causadas por Chlamydia trachomatis, que suelen tener síntomas más graves.
El cultivo celular, que se suele utilizar para la detección de N. gonorrhoeae,
depende en gran medida de la manipulación adecuada de las muestras y de
la viabilidad de las bacterias en las muestras.
Por lo tanto, las pruebas diagnósticas moleculares pueden combinarse con
éxito con técnicas convencionales para la detección de N. gonorrhoeae.
La Mycoplasma genitalium es una pequeña bacteria recientemente
reconocida como agente causal frecuente de uretritis en los hombres y de
infecciones del tracto genital inferior en las mujeres, con síntomas y signos
microscópicos similares a los observados en la Chlamydia trachomatis.
Asimismo, se sospecha que las infecciones por M. genitalium también
causan infertilidad tubárica en las mujeres (5-13).
Las pruebas diagnósticas moleculares son el método que debe utilizarse
para la detección de Mycoplasma genitalium, ya que su cultivo es
sumamente difícil de realizar.
37 [ES]3. PRINCIPIOS DEL PROCEDIMIENTO
Dx CT/NG/MG Auto Assay consta de dos fases principales: la preparación
y amplificación de muestras y la detección de ADN objetivo mediante PCR
en tiempo real. Los productos de amplificación son detectados mediante
colorantes fluorescentes durante la PCR.
Con cada muestra se extrae, se amplifica y se detecta sistemáticamente
un control interno, del mismo modo que el ADN objetivo, lo que permite
el control del procedimiento de extracción y la detección de una posible
inhibición de PCR.
La preparación de la muestra (extracción de ADN) está totalmente
automatizada mediante el uso del Dx Prep System y el Dx Automated
Extraction Assay de Bio-Rad (cat. n.º 37016).
El kit del Dx CT/NG/MG Auto Assay contiene todos los reactivos necesarios
para realizar la amplificación/detección, para 480 pruebas.
Preparación de las muestras
La extracción del ADN se realiza en todos los tipos de muestras especificados
en el apartado “Muestras”, utilizando el Dx Prep System y el Dx Automated
Extraction Assay de Bio-Rad (cat. n.º 37016). Los ácidos nucleicos son
capturados por bolitas magnéticas; a continuación, se lavan, se eluyen y se
transfieren automáticamente a una Dx PCR plate de 96 pocillos.
Se realiza un control negativo a lo largo de todo el procedimiento de
preparación de la muestra junto con las muestras.
El control interno (C1) se añade a cada muestra y al control negativo al inicio
del procedimiento de preparación de las muestras.
Amplificación/detección de PCR en tiempo real
El Dx Prep System de Bio-Rad añade automáticamente el master mix de
amplificación a la Dx PCR plate de 96 pocillos, conjuntamente con el ADN
extraído.
En la PCR en tiempo real, se utilizan sondas de oligonucleótidos
fluorescentes específicas para detectar el ADN durante la amplificación,
mediante la hibridación de los amplímeros. En el Dx CT/NG/MG Auto Assay,
se utilizan cuatro sondas de oligonucleótidos diferentes:
• Sonda C. trachomatis, que tiene como objetivo una secuencia del
plásmido críptico; esta secuencia objetivo está situada fuera de la región
eliminada en la nueva cepa variante de C. trachomatis (nueva variante
genética de Chlamydia trachomatis, nvCT) caracterizada recientemente
(14).
• Sonda N. gonorrhoeae, que tiene como objetivo una secuencia del gen
pilE;
• Sonda M. genitalium, que tiene como objetivo una secuencia del gen
MgPa.
38 [ES]• Sonda de detección de control interno
En ausencia de ADN objetivo para una sonda de oligonucleótidos concreta
no se emitirá ninguna fluorescencia correspondiente, ya que no se detectará
ninguna señal. Cuando el ADN objetivo esté presente, la intensidad de
fluorescencia aumentará a medida que la cantidad de amplímeros se
incremente con cada ronda de amplificación. Durante cada ciclo de PCR,
en la fase de hibridación, el módulo óptico del Dx Real-Time System mide
la fluorescencia obtenida en cada fluoróforo, y el Dx Real-Time Software
asociado determina la intensidad de la fluorescencia frente al número
de ciclos. Al final del experimento, el Dx Real-Time Software analiza
automáticamente los resultados de todas las muestras y controles.
4. REACTIVOS
4.1. Descripción
En el kit se incluyen suficientes reactivos para realizar 480 pruebas. Todos
los reactivos son únicamente para diagnósticos in vitro.
Etiquetado Reactivo Empaquetado
R1 Amplification Mezcla de amplificación concentrada, 10 x 150 μl
Mix 10X: A diluir
ADN polimerasa en un frasco de PCR añadiendo R2
que contiene imprimaciones, sondas
de oligonucleótidos fluorescentes
específicos, desoxinucleósidos trifosfatos
y MgCl2. Conservante: 0,05 % de azida
de sodio.
R2 Amplification Diluyente de la mezcla de 10 x 900 μl
Mix Diluent amplificación: Listo para su
Frasco de PCR que contiene MgCl2. utilización
Conservante: 0,05 % de azida de sodio.
C1 Internal Control interno: 5 x 1300 μl
Control ADN no infeccioso en una solución Listo para su
tampón. Conservante: 0,03 % ProClin™ utilización
300.
C2 Negative Control negativol: 10 x 1100 μl
Control Frasco de TE. Listo para su
Conservante: 0,03 % ProClin™ 300. utilización
C3 Positive Control positivo de CT, NG, MG: 5 x 100 μl
Control ADN no infeccioso de CT, NG y MG en Listo para su
una solución tampón. De color amarillo. utilización
Conservante: 0,03 % ProClin™ 300.
39 [ES]4.2. Requisitos para el almacenamiento y la manipulación
El kit debe guardarse entre 2 y 8°C. Cuando se guarda a esta temperatura,
cada reactivo contenido en el Dx CT/NG/MG Auto Assay puede ser utilizado
hasta la fecha de caducidad especificada en la etiqueta del reactivo.
Identificación Conservación después de la apertura
15 días a 2-8°C. Cada vial puede utilizarse dos veces.
C2 Si se produce contaminación en uno de estos
reactivos, deséchelo.
1 mes a 2-8°C. Cada vial puede utilizarse hasta cuatro
veces.
C3
Si se produce contaminación en uno de estos
reactivos, deséchelo.
1 mes a 2-8°C. Si se produce contaminación en uno
C1 + Solución de unión de estos reactivos, deséchelo.
La solución de unión forma parte del Dx Automated Extraction Assay
(ref. 37016).
4 horas a 18-30°C o 16 horas a 2-8°C o 2 semanas a
R1+R2 (mezcla
- 20°C. Si está congelada, la mezcla reconstituida solo
reconstituida)
podrá descongelarse una vez.
5. PRECAUCIONES DE USO
For in vitro diagnostic use only.
5.1. Health and Safety precautions
• Utilizar guantes de un solo uso, bata de laboratorio y protección ocular
para manipular reactivos y muestras.
• Lavarse las manos a fondo después de manipular reactivos y muestras.
No comer, beber ni fumar en las zonas de trabajo designadas.
• Manipular todas las muestras que puedan ser infecciosas conforme a
buenas prácticas de laboratorio.
• La manipulación y la eliminación de sustancias químicas debe realizarse
siguiendo buenas prácticas de laboratorio.
• Podrá consultar la Hoja de datos de seguridad de materiales si la solicita
a su agente de Bio-Rad.
5.2. Precauciones relativas al procedimiento
• Este kit está validado para ser utilizado exclusivamente con el Dx Real-
Time System (Bio-Rad) y su Dx Real-Time Software.
• La extracción de ADN automatizada deberá realizarse con el kit Dx
Automated Extraction Assay (Bio-Rad, cat. n.º 37016) en el Dx Prep
System (Bio-Rad).
40 [ES]• Para la toma de muestras endocervicales, vaginales y anorectales
obtenidas mediante hisopo y de muestras vaginales tomadas por
pacientes mediante hisopo, debe utilizarse exclusivamente el Dx
Collection System 50-F (Bio-Rad, cat. n.º 37012). Este sistema no sirve
para uso doméstico.
• Para la recogida de muestras de orina de primer chorro, utilizar recipientes
de recogida de muestras de polipropileno limpios sin conservantes. Las
muestras de orina de primer chorro deben transferirse al tubo del Dx
Transfer System (Bio-Rad, cat. n.º 37014) para cargarse en el Dx Prep
System.
• No utilizar el Dx Collection System 50-F si el embalaje se ha dañado
o si el tubo ha sufrido pérdidas del medio de transporte. Desechar los
sistemas no utilizados, dañados o que tengan pérdidas conforme a
buenas prácticas de laboratorio.
• Si el laboratorio recibe una muestra obtenida mediante hisopo no recogida
ni transportada con el Dx Collection System 50-F o un tubo de transporte
de muestras obtenidas mediante hisopo que no contenga ningún hisopo o
que contenga dos hisopos, la muestra deberá rechazarse.
• No utilizar los reactivos después de la fecha de caducidad.
• No intercambiar, mezclar ni combinar reactivos de kits con diferentes
números de lote.
• No cambiar el procedimiento del ensayo.
• Evitar cuidadosamente la contaminación cruzada durante las fases de
manipulación de las muestras: asegurarse de que los contenedores de
muestras no estén en contacto entre sí; si los guantes entran en contacto
con las muestras, cambiarlos de inmediato.
• Reconstituir minuciosamente la mezcla de amplificación, evitando
cualquier contaminación.
• Comprobar la exactitud de las pipetas y el correcto funcionamiento de los
aparatos utilizados.
• Evitar las salpicaduras de muestras o de soluciones que las contengan.
Limpiar las superficies manchadas con lejía diluida al 10%. El material
utilizado para la limpieza deberá desecharse en un contenedor especial
para desechos contaminados.
• Las superficies de trabajo, las pipetas y otros aparatos deberán
descontaminarse regularmente con lejía diluida al 1%.
41 [ES]6. MUESTRAS
6.1. Muestras obtenidas mediante hisopo recogidas
con el Dx Collection System 50-F de Bio-Rad
El Dx CT/NG/MG Auto Assay está previsto para ser utilizado con muestras
endocervicales, vaginales, anorectales (masculinas y femeninas) obtenidas
mediante hisopo y tomadas por médicos y con muestras vaginales obtenidas
mediante hisopo tomadas por pacientes.
Las muestras deberán recogerse y transportarse exclusivamente con el Dx
Collection System 50-F. Para obtener más información sobre la toma y el
transporte de las muestras, consulte el prospecto del Dx Collection System
50-F (Bio-Rad, cat. n.º 37012).
Un tubo de transporte que no contenga ningún hisopo, que contenga un
hisopo no suministrado por Bio-Rad, o que contenga varios hisopos, no
podrá ser utilizado en el Dx CT/NG/MG Auto Assay.
La presencia de sangre, de algunos agentes espermicidas y los tratamientos
para afecciones vaginales pueden interferir con la reacción de PCR en
tiempo real. Para obtener más información sobre las sustancias interferentes,
consulte el capítulo “Características de los resultados”.
Una vez recogidas, las muestras mediante hisopo pueden guardarse hasta
28 días a 18-30°C.
6.2. Muestras de orina
El Dx CT/NG/MG Auto Assay está previsto para ser utilizado con muestras
de orina masculinas y femeninas de pacientes sintomáticos y asintomáticos.
NOTE: el paciente no debe haber orinado durante al menos 1 hora antes
de recoger la muestra.
1. Recoja 10-20 ml de la primera parte del chorro de orina en un recipiente
de recogida de muestras de polipropileno limpio sin conservantes.
2. Cierre el recipiente y etiquételo con la identificación del paciente y la
fecha/hora de la toma.
3. Traslade las muestras a las instalaciones de pruebas a temperatura
ambiente (18-30°C). Las muestras de orina son estables durante 24 horas
a temperatura ambiente. Si no puede realizarse el análisis en menos de
24 horas desde la recogida de la muestra, las muestras de orina deberán
guardarse a 2-8°C y analizarse en un plazo de 14 días.
4. Las muestras de orina analizadas en instalaciones de pruebas externas
deberán transportarse a la instalación de pruebas en menos de 24 horas
desde la recogida. Si se elige el envío a temperatura ambiente, las
muestras de orina deberán guardarse a 2-8°C antes del envío y después
de la llegada para garantizar que la muestra no se guarde a temperatura
ambiente más de 24 horas después de su recogida.
42 [ES]5. Transfiera 3 ml de cada muestra de orina a un tubo del Dx Transfer System
(Bio-Rad cat. n,º 37014). Este tubo debe cargarse en el Dx Prep System.
Una vez recogidas, las muestras de orina pueden guardarse hasta 14 días a
2-8°C o hasta 60 días a -20°C. Si están congeladas, las muestras de orina
solo podrán descongelarse dos veces.
7. PROCEDIMIENTO
Siga estrictamente estas instrucciones y aplique buenas prácticas de
laboratorio.
7.1. Materiales necesarios
7.1.1. Materiales suministrados
• Dx CT/NG/MG Auto Assay (Bio-Rad, cat. n.º 37015)
7.1.2.Materiales necesarios que se suministran por separado
• Dx Prep System y accesorios (Bio-Rad, cat. n.º 94500)
• Dx Automated Extraction Assay (Bio-Rad, cat. n.º 37016)
• Dx Real-Time System y accesorios (Bio-Rad, paquete cat. n.º 94000)
• Dx Strip Cap Tool (incluida en el Dx Real-Time System de Bio-Rad cat. n.º
94000)
• Dx Collection System 50-F (Bio-Rad, cat. n.º 37012) para la recogida y
el transporte de muestras anorectales y femeninas obtenidas mediante
hisopo.
• Dx Transfer System (Bio-Rad, cat. n.º 37014) para la transferencia de
muestras de orina de primer chorro.
• Capture Cap Set (Bio-Rad, cat. n.º 37017) para volver a tapar los tubos de
muestras después de su uso.
• Dx PCR Plates & caps (Bio-Rad, cat. n.º 94023)
7.1.3. Materiales necesarios pero no suministrados
• Recipientes de recogida de muestras de propipropileno limpios sin
conservantes
• Agitador tipo vortex
• Pipetas calibradas capaces de suministrar de 1.000 a 1.200 µl
• Pipetas con puntas esterilizadas con filtros
• Guantes desechables sin talco
7.2. Preparación de reactivos
Agregado del control interno (C1) a la solución de unión (BB):
1. Tome una botella de solución de unión (BB) del Dx Automated Extraction
Assay y un vial de control interno (C1) del Dx CT/NG/MG Auto Assay.
2. Añada 1200 µl de control interno (C1) a la botella de solución de unión
(BB), y mézclelos suavemente por inversión.
43 [ES]3. Guarde el vial de control interno (C1) vacío; se cargará en el Dx Prep
System.
Esta mezcla de “solución de unión + control interno” es estable durante un
mes a 2-8°C.
Reconstitución de la mezcla de amplificación
Antes de la reconstitución, los viales R1 (mezcla de amplificación
concentrada, 10X) y R2 (diluyente de la mezcla de amplificación) deberán
someterse a agitación vorticial durante 5 segundos y centrifugarse durante
15 segundos.
Añada 867 µl de diluyente de la mezcla de amplificación (R2) a un vial de
mezcla de amplificación concentrada (R1). Sométalo a agitación vorticial
durante 15 segundos y centrifúguelo brevemente.
Un vial de mezcla de amplificación reconstituida (R1+R2) es suficiente para
48 reacciones de PCR en tiempo real. Prepare tantos viales de mezcla de
amplificación reconstituida (R1+R2) como sea necesario (por ejemplo, 2
viales si deben procesarse 96 pruebas).
La mezcla de amplificación reconstituida (R1+R2) puede utilizarse de
inmediato o dividirse en partes iguales y guardarse a –20°C hasta 2 semanas.
7.3. Procedimiento del ensayo
7.3.1. Extracción de ADN automatizada y configuración de PCR
1. Encienda el Dx Prep System y a continuación, el ordenador. Compruebe
que la puerta delantera del Dx Prep System esté cerrada.
2. El Dx Prep Software se iniciará automáticamente. Escriba el nombre de
usuario y la contraseña en la ventana “Login”.
3. Abra la tapa metálica del Dx Prep System para cargar el instrumento.
4. Cargue las muestras:
Nota: antes de cargar las muestras, compruebe que el volumen de la
muestra en el tubo de transporte sea como mínimo de 1 ml.
a. Someta cada tubo de muestra a agitación vorticial.
b. Golpee suavemente los tubos de muestra en la mesa de laboratorio
para hacer descender las gotas.
c. Abra los tubos de muestra, deseche los tapones e hisopos y coloque
los tubos en los Dx Prep Sample Racks.
d. Cargue los Dx Prep Sample Racks en el Dx Prep System siguiendo las
indicaciones del instrumento (luces parpadeantes).
e. Si un Dx Prep Sample Rack no está lleno, confírmelo seleccionándolo
en el Dx Prep Software y seguidamente, haga clic en el botón “Confirm
rack”.
44 [ES]Nota: debido a que el Dx CT/NG/MG Auto Assay requiere la presencia
de un control negativo y un control positivo por ejecución, nunca cargue
más de 94 muestras por ejecución.
5. Haga clic en los botones “Extraction” y “Defining test orders” en el Dx
Prep Software.
6. Seleccione “STD” en la lista “Analyte group(s)”.
7. Compruebe que la asignación de la prueba sea correcta para todas las
muestras.
8. Haga clic en el botón “Defining the Run”.
9. Seleccione “STD” en las listas “Extraction” y “PCR setup”.
Nota: también es posible ejecutar únicamente la fase de extracción sin
la configuración de PCR. Si solo se realiza la extracción, las muestras
eluidas en la placa de elución pueden guardarse durante hasta 16 horas
a temperatura ambiente o hasta 4 días a 2-8°C. Consulte el Manual de
usuario del Dx Prep System para obtener más información.
10. Haga clic en el botón “Loading Plates”.
11. Abra el cajón de las placas y cargue la Dx Processing Plate, la Dx Elution
Plate y la Dx PCR Plate en el Dx Prep System siguiendo las indicaciones
del Dx Prep Software.
12. Cierre el cajón de las placas. El Dx Prep System lee automáticamente los
códigos de barras de las placas.
13. Haga clic en el botón “Loading Reagents”.
14. Tome una serie de reactivos del Dx Automated Extraction Assay (bolitas
magnéticas, proteinasa K, solución de lavado y solución de elución).
Nota: también es posible cargar dos juegos de reactivos (por ejemplo,
un juego abierto previamente + un juego nuevo). Consulte el Manual de
usuario del Dx Prep System para obtener instrucciones más detalladas.
15. Someta la botella de MB a agitación vorticial durante 5 segundos y mezcle
suavemente los viales de PK, WB y EB por inversión.
16. Coloque el juego de reactivos de Dx Automated Extraction Assay y el vial
vacío de control interno (C1) en el Dx Prep Extraction Rack del Dx Prep
System, siguiendo las indicaciones del Manual del usuario del Dx Prep
System.
17. Cargue el Dx Prep Extraction Rack en el Dx Prep System siguiendo las
indicaciones del instrumento (luces parpadeantes).
18. Si el rack no está lleno, confírmelo seleccionándolo en el Dx Prep Software
y haga clic en el botón “Confirm rack”.
45 [ES]19. Si se utiliza por primera vez el lote del kit del Dx Automated Extraction
Assay o el Dx CT/NG/MG Auto Assay, haga clic en el botón “Kit Lot Input”
y escriba la información del lote leyendo la tarjeta del lote correspondiente
con el lector de códigos de barras. Consulte el Manual de usuario del Dx Prep
System para obtener instrucciones más detalladas.
20. Someta los viales del control negativo (C2) y el control positivo (C3) a
agitación vorticial y centrifúguelos brevemente.
21. Coloque los viales del control negativo (C2) y el control positivo (C3) y la
mezcla de amplificación reconstituida (R1+R2) en el Dx Prep PCR rack del
Dx Prep System, siguiendo las indicaciones del Manual de usuario del Dx
Prep System.
22. Cargue el Dx Prep PCR Rack en el Dx Prep System siguiendo las
indicaciones del instrumento (luces parpadeantes).
23. Si el rack no está lleno, confírmelo seleccionándolo en el Dx Prep Software
y haga clic en el botón “Confirm rack”.
24. Haga clic en el botón “Loading Tips”.
25. Abra el cajón de las puntas y si es necesario, cargue las bandejas de las
puntas: si la cantidad de puntas cargadas no es suficiente, haga clic en
“Show loading selection”, cargue las puntas conforme a la indicación del
Dx Prep Software, y haga clic en “Accept suggestion”. Cierre el cajón de
las puntas.
Nota: hay tres tamaños de punta: 50 µl (caja amarilla), 300 µl (caja marrón)
y 1100 µl (caja gris). Asegúrese de cargar los tipos de caja sugeridos por
el Dx Prep Software. Cualquier modificación de dicha indicación deberá
validarse haciendo clic en la ubicación correspondiente del Dx Prep
Software; a continuación, introduzca el tamaño de la punta y el número
de puntas en la caja.
26. Haga clic en el botón “Checking Waste”.
27. El Dx Prep Software indicará el nivel de llenado de los desechos sólidos
y líquidos:
a. Si el nivel de llenado de desechos sólidos es demasiado elevado,
aparecerá el mensaje “Failed”; sustitúyalo por uno nuevo y haga clic
en el botón “Change bin”.
b. Si el nivel de llenado de desechos líquidos es demasiado elevado,
aparecerá el mensaje “Failed”; vacíelo conforme a buenas prácticas
de laboratorio, vuelva a colocarlo en su lugar y haga clic en el botón
“Empty waste”.
28. Haga clic en el botón “Final Check”.
29. Si la carga es correcta, el Dx Prep Software mostrará la palabra “Passed”
en la ventana “Run Status”.
30. Cierre la tapa metálica y haga clic en el botón “Run Status”.
31. Haga clic en el botón “Start run”.
46 [ES]Nota: nunca abra la puerta delantera del Dx Prep System durante la
ejecución. La tapa metálica SOLO puede abrirse CUANDO el botón
“Unload samples” pasa a estar activo en el Dx Prep Software y durante
un tiempo limitado. Para disponer de más información, consulte el
Manual de usuario del Dx Prep System.
32. Al final de la ejecución, abra la tapa metálica Dx Prep System, y abra el
cajón de las placas.
33. Tome la Dx PCR Plate del Dx Prep System, colóquela en la mesa de
laboratorio y coloque las Dx 8-Cap Strips en la Dx PCR Plate.
Nota: si la última columna de la Dx PCR Plate está vacía, coloque
igualmente los tapones para equilibrar la tapa calentada del Dx Real-
Time System.
34. Proceda con la amplificación/detección de PCR en tiempo real (véase el
apartado 8.3) durante los 30 minutos posteriores a la preparación de la
Dx PCR Plate.
35. Descargue las muestras del Dx Prep System: descargue los racks de
muestras y cierre los tubos de muestras con tapones nuevos (Capture
Cap Set, Bio-Rad, cat. n.º 37017) y guárdelos o deséchelos siguiendo
buenas prácticas de laboratorio.
36. Descargue la Dx Prep Extraction y los PCR racks, cierre cada reactivo
con su tapón correspondiente y guárdelos a 2-8°C, excepto la mezcla
de amplificación reconstituida, que debe guardarse a -20°C. Las botellas
y viales vacíos deben desecharse siguiendo buenas prácticas de
laboratorio.
37. Descargue y deseche la Dx Processing Plate conforme a buenas prácticas
de laboratorio. Si es necesario, la Dx Elution Plate puede conservarse
durante un máximo de 16 horas a temperatura ambiente o hasta 4 días a
2-8°C. De lo contrario, debe desecharse conforme a buenas prácticas de
laboratorio.
7.3.2. Amplificación/detección de PCR en tiempo real
Consulte el Manual de usuario del Dx Real-Time System para obtener instrucciones más
detalladas.
1. Encienda el ordenador y a continuación, el Dx Real-Time System. Abra el
Dx Real-Time Software.
2. Haga clic en el botón “Run” de la izquierda, a continuación, en la ventana
“Run”, y haga clic en “Open Lid”.
3. Cargue la Dx PCR Plate en el Dx Real-Time System y utilice la Dx Strip
Cap Tool para colocar las Dx 8-Cap Strips en la Dx PCR Plate cargada.
El Dx Real-Time Software reconocerá automáticamente la Dx PCR Plate
e importará el mapa de la placa desde el Dx Prep System.
47 [ES]4. Haga clic en el botón “Close lid” y a continuación, en el botón “Start run”.
5. Cuando haya finalizado la reacción de PCR en tiempo real, extraiga la Dx
PCR Plate del Dx Real-Time System, colóquela en una bolsa de plástico
que pueda cerrarse herméticamente, y deséchela conforme a buenas
prácticas de laboratorio.
7.4. Calibración
Durante cada ciclo de PCR, en la fase de hibridación, el módulo óptico del
Dx Real-Time System mide la fluorescencia obtenida de cada fluoróforo, y el
Dx Real-Time Software asociado determina la intensidad de la fluorescencia
frente al número de ciclos. Al final del experimento, el software analiza
automáticamente los resultados de todas las muestras y controles.
El Dx Real-Time Software utiliza un algoritmo matemático para determinar
los valores de una serie de parámetros matemáticos (entre ellos, los valores
Ceep y Cmin) para cada curva de PCR, que se muestran posteriormente en
la plantilla electrónica de resultados.
El valor Cmin se determina a partir de un método estadístico y corresponde
al último ciclo (entero) de la fase de fondo. Seguidamente, la tendencia de la
fase de fondo se resta de la totalidad de la curva de amplificación antes de
proceder a la determinación del valor Ceep.
La estimación del valor Ceep se basa en la presunción de que el índice
de eficiencia de la reacción de PCR es máximo al inicio de la reacción y
disminuye tras un cierto número de ciclos, que varían de una muestra a
otra. El valor Ceep (Ciclo del final de la fase exponencial) corresponde al
ciclo en el que la eficiencia de la PCR empieza a disminuir. El valor Ceep
suele estar algunos ciclos después de Cmin. El valor Ceep dependerá tanto
del número de copias iniciales como del índice de eficiencia de la reacción
de PCR. En condiciones de PCR ideales (sin inhibidores de la reacción,
con alta eficiencia), el valor Ceep es inversamente proporcional al logaritmo
del número de copias de la secuencia objetivo en la muestra antes de la
amplificación; cuanto más alto sea el valor Ceep, más bajo será el número
de copias iniciales.
En el Dx CT/NG/MG Auto Assay, el análisis de los resultados se basa en los
valores Ceep.
7.5. Control de calidad
Controles positivos y negativos
En cada ensayo deberán incluirse controles positivos y negativos para
detectar los posibles fallos en las fases de procesamiento, amplificación o
detección de las muestras.
Si los valores Ceep de los controles están fuera de su intervalo esperado,
el Dx Real-Time Software invalidará todo el ensayo y mostrará uno de los
siguientes mensajes de alerta:
48 [ES]Negative Control:
Mensaje de alerta Significado
- Invalid_IC : control interno no válido
- CT_conta : contaminación por ADN CT
- NG_conta : contaminación por ADN NG
- MG_conta : contaminación por ADN MG
- CTNG_conta : contaminación por ADN CT y NG
- CTMG_conta : contaminación por ADN CT y MG
- NGMG_conta : contaminación por ADN NG y MG
- CTNGMG_conta : contaminación por ADN CT, NG y MG
Positive Control:
Mensaje de alerta Significado
- CT_out : Valor de CT fuera del intervalo
- NG_out : Valor de NG fuera del intervalo
- MG_out : Valor de MG fuera del intervalo
- CTNG_out : Valores de CT y NG fuera del intervalo
- CTMG_out : Valores de CT y MG fuera del intervalo
- NGMG_out : Valores de NG y MG fuera del intervalo
- CTNGMG_out : Valores de CT, NG y MG fuera del intervalo
Todas las muestras y controles del ensayo realizado deberán reprocesarse
empezando desde la fase de extracción de ADN.
Detección de inhibición: Control interno
El control interno se añade a cada muestra y al control negativo al inicio de
la fase de extracción de ADN, y se detecta con una sonda específica durante
la reacción de PCR en tiempo real.
Las muestras cuyo valor Ceep esté por encima del valor esperado (es decir,
posiblemente inhibidas) son interpretadas por el Dx Real-Time Software del
siguiente modo:
• Cualquier muestra con un valor Ceep ≤ 48 para un objetivo concreto (CT,
NG o MG) se indicará como “positiva” para dicho objetivo.
• Cualquier muestra que no tenga ningún valor Ceep o que tenga un valor
Ceep> 48 para un objetivo concreto se indicará como “no válida” para
dicho objetivo.
Todas las muestras que indiquen un resultado no válido para un objetivo
deberán reprocesarse a partir de la fase de extracción de ADN.
49 [ES]7.6. Criterios de validación de la prueba
El ensayo realizado será válido si:
• El valor Ceep del control positivo está dentro del intervalo esperado para
los tres objetivos CT, NG y MG y
• El control negativo no tiene ningún valor Ceep o tiene un valor Ceep> 48
para los tres objetivos CT, NG y MG.
Si el ensayo realizado es válido, el Dx Real-Time Software indicará que la
ejecución se ha “Realizado con éxito”. En caso contrario, el Dx Real-Time
Software indicará que la ejecución ha “Fallado”.
Si la ejecución ha “Fallado”, todos los resultados de las pruebas serán
“no válidos” y todas las muestras y controles correspondientes deberán
reprocesarse a partir de la fase de extracción de ADN.
7.7. Cálculo/Interpretación de los resultados
Los cálculos de los resultados los realiza el Dx Real-Time Software, que
determina automáticamente los valores Ceep de CT, NG y MG y del control
interno en las muestras y controles.
Si la prueba es válida, el Dx Real-Time Software indicará que cualquier
muestra (inhibida o no) con un valor Ceep ≤ 48 para un objetivo concreto
(CT, NG o MG) es “positiva” para dicho objetivo. A modo de ejemplo, si una
muestra es positiva para CT, el resultado indicado será “CT_POS”.
Si la prueba es válida, el Dx Real-Time Software indicará que cualquier
muestra no inhibida sin ningún valor Ceep o con un valor Ceep > 48 para un
objetivo concreto (CT, NG o MG) es “negativa” para dicho objetivo. A modo
de ejemplo, si una muestra es negativa para CT, el resultado indicado será
“CT_neg”.
Si la prueba es válida, el Dx Real-Time Software interpretará cualquier
muestra inhibida sin ningún valor Ceep o con un valor Ceep> 48 para un
objetivo concreto (CT, NG o MG) como “no válida” para dicho objetivo, y el
software indicará que el resultado “falló” con el mensaje de alerta “Invalid_
IC”. La muestra correspondiente deberá reprocesarse a partir de la fase de
extracción de ADN.
NOTA: si la muestra inhibida es una muestra de orina, es recomendable
congelarla una noche a -20°C antes de reprocesarla, ya que al
congelarla pueden eliminarse los inhibidores de la orina.
Si después del reprocesamiento la muestra sigue inhibida, es recomendable
realizar una nueva prueba con una muestra nueva.
8. LIMITACIONES DE LA PRUEBA
• Los resultados óptimos de esta prueba dependen directamente de
la calidad de las muestras. Por lo tanto, es importante cumplir con las
indicaciones especificadas en el apartado “Muestras”.
50 [ES]• El ensayo deberá realizarse únicamente en los tipos de muestra indicados.
No se han validado otros tipos de muestras.
• La presencia de sangre, mucosidad, algunos agentes espermicidas y
tratamientos para afecciones vaginales puede interferir con la reacción de
PCR en tiempo real. Para obtener más información sobre las sustancias
interferentes, consulte el capítulo “Características de los resultados”.
• Los posibles efectos de otros factores, como secreciones vaginales, el
uso de tampones, duchas vaginales, etc. no se han determinado.
• El uso de este ensayo se limita al personal que ha recibido formación
sobre el uso del Dx CT/NG/MG Auto Assay, el Dx Prep System, el Dx
Automated Extraction Assay, el Dx Real-Time System y el Dx Real-Time
Software.
• Un resultado negativo no excluye la posibilidad de infección, ya que los
resultados dependen de varias variables. Una recogida o manipulación
inadecuadas de las muestras, la presencia de inhibidores o un error
técnico pueden generar un resultado falso.
• En circunstancias excepcionales, el Dx CT/NG/MG Auto Assay puede
generar un falso resultado positivo de NG cuando la muestra contiene
Neisseria meningitidis de los serogrupos C o D.
• La toma de muestras vaginales, anorectales o de orina no debe sustituir
las muestras cervicales y endocervicales para el diagnóstico de
infecciones urogenitales femeninas. Las pacientes pueden tener cervicitis,
uretritis, infecciones del tracto urinario o vaginales debido a otras causas
o infecciones concurrentes con otros patógenos.
• El Dx CT/NG/MG Auto Assay no debe utilizarse en evaluaciones de
presuntos abusos sexuales ni en otras indicaciones médico legales.
• El Dx CT/NG/MG Auto Assay no puede determinar el éxito o el fracaso
terapéutico, ya que el ADN patógeno puede persistir después de la terapia
antimicrobiana correspondiente.
• Al igual que sucede con todas las pruebas diagnósticas, los resultados
del Dx CT/NG/MG Auto Assay deberán interpretarse conjuntamente con
otros estudios clínicos y de laboratorio.
9. VALORES ESPERADOS
La prevalencia de muestras positivas para C. trachomatis, N. gonorrhoeae y
M. genitalium en las poblaciones estudiadas dependerá del cuadro clínico,
la edad, los factores de riesgo, el sexo y el método de prueba.
En las siguientes tablas se muestran las prevalencias observadas con el
Dx CT/NG/MG Auto Assay durante estudios clínicos en los dos centros:
51 [ES]Tabla 1: Prevalencia de CT/NG/MG en el centro 1
Chlamydia Neisseria Mycoplasma
Población trachomatis gonorrhoeae genitalium
Sexo N CT + NG + MG +
del centro 1
N % N % N %
Asintomática ♀ 141 17 12.2% 1 2.6% 6 4.3%
Sintomática ♀ 8 2 25.0% 0 0.0% 1 12.5%
Sintomática ♂ 37 8 21.6% 2 5.4% 2 5.4%
Asintomática o
♀ 308* 16 5.2% 1 0.3% 4 1.3%
sintomática
Asintomática o
♂ 162 19 11.8% 15 9.3% 6 3.7%
sintomática
Total ♀+ ♂ 656 62 9.5% 19 2.9% 19 2.9%
* 1 paciente positivo para CT y negativo para NG y MG
Tabla 2: Prevalencia de CT/NG/MG en el centro 2
Chlamydia Neisseria Mycoplasma
trachomatis gonorrhoeae genitalium
Centro
Población Sexo N CT + NG + MG +
2
N % N % N %
Centro de ♀ 75 2 3% 0 0% 1 1%
toma de
muestras ♂ 6 1 17% 1 17% 0 0%
1
Asintomática Centro de ♀ 36 1 3% 0 0% 0 0%
o sintomática toma de
muestras ♂ 1 0 0% 0 0% 0 0%
esperada
2
Centro de ♀ 30 1 3% 1 3% 0 0%
toma de
muestras 4 2 50% 1 25% 0 0%
3
Total esperado ♀+ ♂ 152 7 5% 3 2% 1 1%
52 [ES]Tabla 3: Prevalencia de CT/NG/MG en los centros 1 + 2
Chlamydia Neisseria Mycoplasma
POBLACIÓN trachomatis gonorrhoeae genitalium
Centro 1 y Sexo N CT + NG + MG +
centro 2
N % N % N %
Asintomática ♀ 141 17 12% 1 3% 6 4%
Sintomática ♀ 8 2 25% 0 0% 1 13%
Sintomática ♂ 37 8 22% 2 5% 2 5%
Asintomática o
♀ 449 20 4% 2 0.4% 5 1%
sintomática
Asintomática o
♂ 173 22 13% 17 10% 6 3%
sintomática
Total ♀+ ♂ 808 69 8.5% 22 2.7% 20 2.5%
10. CARACTERÍSTICAS DE LOS RESULTADOS
10.1. Medición de precisión
10.1.1 Repetibilidad y precisión intermedia
Conforme a las instrucciones EP5A2 del CLSI, dos paneles de muestra (uno
de orina y uno de medio de transporte del Dx Collection System) formados
por muestras negativas y muestras positivas de CT/NG/MG en diferentes
cantidades (baja, media y alta) fueron sometidos a ensayo para un estudio
de precisión intermedia en 4 réplicas de extracción por un operario.
Este estudio se llevó a cabo en dos lotes del Dx Automated Extraction Assay
con 2 Dx Prep Systems durante un período de 5 días con 1 ejecución por
día. El ensayo prosiguió durante 15 días más con 2 lotes de Dx Automated
Extraction Assay y con 1 Dx Prep System y 1 operario. Se utilizó la función
de anidado de ANOVA para medir los componentes de varianza para cada
condición (lote - instrumento - día - réplica).
Los resultados se registran en las tablas 4, 5 y 6.
53 [ES]Tabla 4: Chlamydia trachomatis: total, entre ejecución, entre resultados
de precisión de día por miembro del panel - valor Ceep de las muestras
positivas
En la
CT Entre día Entre lote Total
ejecución
Lote de
Panel Muestra N Media DS CV% DS CV% DS CV% DS CV%
extracción
A 80 34.4 0.46 1.3% 0.33 0.9%
Bajo 0.52 1.5% 0.63 1.8%
B 80 34.9 0.18 0.5% 0.40 1.1%
A 80 31.4 0.69 2.2% 0.49 1.6%
Orina Medio 0.54 1.7% 0.75 2.4%
B 80 31.7 0.23 0.7% 0.44 1.4%
A 80 27.5 0.16 0.6% 0.21 0.8%
Alto 0.38 1.4% 0.43 1.6%
80 33.6 0.22 0.8% 0.38 1.4%
A 80 33.7 0.45 1.3% 0.54 1.6%
Bajo 0.36 1.1% 0.69 2.1%
B 80 30.0 0.47 1.4% 0.50 1.5%
Medio de A 80 30.1 0.31 1.0% 0.35 1.2%
Medio 0.32 1.1% 0.42 1.4%
transporte B 80 26.7 0.16 0.5% 0.33 1.1%
A 80 26.7 0.17 0.6% 0.41 1.5%
Alto 0.36 1.3% 0.39 1.5%
80 26.7 0.14 0.5% 0.25 0.9%
Tabla 5: Neisseria gonorrhoeae: total, entre ejecución, entre resultados
de precisión de día por miembro del panel - valor Ceep de las muestras
positivas
En la
NG Entre día Entre lote Total
ejecución
Extraction
Panel Muestra N Media DS CV% DS CV% DS CV% DS CV%
Lot
A 80 35.3 0.43 1.2% 0.93 2.6%
Bajo 0.99 2.8% 1.07 3.0%
B 80 36.0 0.38 1.1% 0.49 1.4%
A 80 32.2 0.67 2.1% 0.65 2.0%
Orina Medio 0.79 2.4% 0.93 2.9%
B 80 32.6 0.23 0.7% 0.60 1.9%
A 80 27.1 0.16 0.6% 0.52 1.9%
Alto 0.74 2.7% 0.77 2.8%
80 27.6 0.23 0.8% 0.53 1.9%
A 80 30.6 0.22 0.7% 0.19 0.6%
Bajo 0.20 0.6% 0.33 1.1%
B 80 30.8 0.23 0.8% 0.27 0.9%
Medio de A 80 27.1 0.42 1.5% 0.58 2.2%
Medio 0.38 1.4% 0.54 2.0%
transporte B 80 27.1 0.20 0.7% 0.18 0.7%
A 80 23.4 0.17 0.7% 0.63 2.7%
Alto 0.48 2.0% 0.55 2.3%
80 23.3 0.34 1.4% 0.21 0.9%
54 [ES]Tabla 6: Mycoplasma genitalium: total, entre ejecución, entre resultados
de precisión de día por miembro del panel - valor Ceep de las muestras
positivas
En la
MG Entre día Entre lote Total
ejecución
Extraction
Panel Muestra N Media DS CV% DS CV% DS CV% DS CV%
Lot
A 80 34.8 0.57 1.6% 1.16 3.3%
Bajo 1.33 3.8% 1.4 4.1%
B 80 35.9 0.60 1.7% 0.71 2.0%
A 80 31.3 0.96 3.1% 0.71 2.3%
Orina Medio 0.94 3.0% 1.21 3.8%
B 80 32.0 0.46 1.4% 0.71 2.2%
A 80 26.3 0.31 1.2% 0.35 1.3%
Alto 0.64 2.4% 0.74 2.8%
80 26.9 0.43 1.6% 0.45 1.7%
A 80 30.8 0.66 2.1% 0.28 0.9%
Bajo 0.00 N/A 0.69 2.2%
B 80 30.9 0.56 1.8% 0.34 1.1%
Medio de A 80 26.7 0.63 2.3% 0.15 0.6%
Medio 0.28 1.0% 0.63 2.3%
transporte B 80 26.9 0.49 1.8% 0.23 0.8%
A 80 23.2 0.28 1.2% 0.20 0.9%
Alto 0.19 0.8% 0.36 1.5%
80 23.2 0.33 1.4% 0.15 0.6%
10.1.2 Precisión entre sistemas
Se evaluó un estudio de precisión entre sistemas en el plazo de 3 a 5 días en
hasta 4 Dx Prep Systems con 2 o 3 Dx Real-Time Systems (RTS) utilizando
3 lotes de Dx Automated Extraction Assay y 1 lote de Dx CT/NG/MG Auto
Assay. Para el estudio de precisión entre sistemas Dx Prep System se utilizó
el método ANOVA unidireccional. Todos los criterios de aceptación eran
correctos: la muestra negativa era negativa, las muestras positivas eran
positivas; los CV (calculados sobre el valor Ceep) en las muestras positivas
eran ≤ 3% por la repetibilidad y la precisión intermedia, y ≤ 5% para la
precisión total, la precisión entre lotes y entre sistemas.
55 [ES]Tabla 7: CT, NG y MG: Resultados de la precisión entre sistemas por cada
miembro de panel
ID de la muestra Réplicas Valor Ceep medio DS CV
CT Negativo 22 Neg NA NA
CT Bajo 22 32.6 0.25 0.78%
CT Medio 22 30.0 0.24 0.79%
CT Alto 22 24.8 0.35 1.40%
NG Negativo 22 Neg NA NA
NG Bajo 22 31.3 0.17 0.55%
NG Medio 22 28.4 0.25 0.89%
NG Alto 22 22.6 0.43 1.92%
MG Negativo 22 Neg NA NA
MG Bajo 22 31.7 0.68 2.14%
MG Medio 22 28.4 0.54 1.89%
MG Alto 22 23.0 0.46 2.02%
10.2. Resultados clínicos
Las características de los resultados clínicos del Dx CT/NG/MG Auto Assay
se determinaron durante un estudio llevado a cabo en dos centros clínicos
de Francia.
Para este estudio se inscribieron 1102 pacientes sintomáticos y
asintomáticos que acudían a consultas de centros de prevención de ITS
(infecciones de transmisión sexual) y centros de detección gratuitos.
16 pacientes no cumplían los criterios de inclusión definidos previamente
y fueron excluidos. Los 1086 pacientes restantes fueron incluidos en el
estudio (723 mujeres y 363 hombres).
Un total de 1086 pacientes con 1255 muestras diferentes fueron sometidos
a análisis:
Estudio retrospectivo: 278 muestras:
• 125 muestras de orina de primer chorro femeninas
• 153 muestras de orina de primer chorro masculinas
Estudio prospectivo: 977 muestras:
• 141 muestras vaginales femeninas recogidas por las pacientes,
• 364 muestras endocervicales femeninas,
• 49 muestras vaginales/endocervicales femeninas,
• 32 muestras vaginales femeninas,
56 [ES]• 130 muestras de orina de primer chorro femeninas,
• 1 muestra anorectal femenina,
• 9 muestras femeninas de origen desconocido obtenidas mediante hisopo
• 158 muestras de orina de primer chorro masculinas,
• 36 muestras de orina de primer chorro masculinas con masaje prostático,
• 6 muestras uretrales masculinas,
• 51 muestras anorectales masculinas.
Entre estas muestras:
• Pacientes femeninas con múltiples puntos de toma de muestras: 457
mujeres, de las cuales 121 proporcionaron muestras endocervicales
obtenidas mediante hisopo y muestras de orina, y 7 proporcionaron
muestras vaginales y de orina.
• Pacientes masculinos con múltiples puntos de toma de muestras: 199
hombres, de los cuales 36 proporcionaron muestras de orina de primer
chorro (FCU) y muestras de orina de primer chorro posteriores a un masaje
prostático, 4 proporcionaron muestras FCU y muestras anorectales
obtenidas mediante hisopo y 1 proporcionó muestras FCU y uretrales
obtenidas mediante hisopo.
Todas las muestras se recogieron con los Dx Collection Systems de Bio-
Rad (kits del sistema de recogida masculino y femenino ref. 37013 y 37012).
Los resultados del Dx CT/NG/MG Auto Assay para el objetivo C. trachomatis
se determinaron mediante comparación con tres pruebas EC de PCR
registradas en tiempo real (1 prueba de PCR en el centro 1 y otras 2 pruebas
en el centro 2).
Los resultados del Dx CT/NG/MG Auto Assay para el objetivo N. gonorrhoeae
se determinaron mediante comparación con tres pruebas de PCR registradas
en tiempo real de EC (1 prueba de PCR en el centro 1 y otras 2 pruebas en
el centro 2) o con cultivos.
Los resultados del Dx CT/NG/MG Auto Assay para el objetivo M. genitalium
se determinaron mediante comparación con una prueba de PCR interna
utilizando la técnica TaqMan conforme al protocolo descrito por Jensen.
Solo las muestras que dieron resultados positivos con el Dx CT/NG/MG Auto
Assay se comprobaron con la prueba de PCR interna.
10.2.1 Resultados de Chlamydia trachomatis
Se analizaron 1255 muestras diferentes de los dos centros con el Dx CT/
NG/MG Auto Assay. Entre ellas, se sometieron a ensayo 825 muestras con
el ensayo de la prueba de CT/NG de PCR del centro 1, 311 con el primer
ensayo de la prueba de CT/NG de PCR del centro 2 y 119 con el segundo
ensayo de la prueba de CT/NG de PCR del centro 2. Las tres pruebas
comparativas del ensayo se declararon ensayos de referencia.
57 [ES]7 muestras (1 muestra vaginal recogida por la paciente, 3 muestras
endocervicales obtenidas mediante hisopo, 1 muestra vaginal obtenida
mediante hisopo, 1 muestra de orina femenina de primer chorro, y 1 muestra
anorectal masculina) fueron excluidas del cálculo porque el tubo estaba
vacío o tenía un volumen insuficiente.
Tabla 8: Resultados comparativos de CT
CT de referencia CT de referencia
Positivo o dudoso* o Más Fallida
Muestras Negativa IC no Total
allá del corte**
válido
Dx CT Auto Dx CT Auto Dx CT Auto Dx CT Auto
negativo positivo negativo positivo
♀♀ vaginal recogida
121 1(a) 0 15+1* 2 140
por la paciente
♀♀ endocervical
obtenida mediante 345 0 0 15 1 361
hisopo
♀♀ vaginal 27 1(b) 0 3 0 31
♀♀ vaginal /
endocervical obtenida 47 0 0 2 0 49
mediante hisopo
♀♀ orina de primer
195 1(c) 1(d) 57 0 254
chorro
♀♀ anorectal 1 0 0 0 0 1
♀♀ no comunicada 9 0 0 0 0 9
♂♂ orina de primer
229 0 0 82 0 311
chorro
♂♂ orina de primer
chorro después de 35 0 0 1 0 36
masaje prostático
♂♂ uretral 4 0 0 1+1** 0 13
♂♂ anorectal 36 0 0 13 1 43
Total 1049 3 1 191 4 1248
*Dudosa: la muestra dudosa de la prueba CT/NG de PCR del centro 1 se consideró positiva;
se determinó que esta muestra de población vaginal obtenida por la paciente era dudosa para
CT con la prueba de CT/NG de PCR del centro 1 y positiva para CT con el Dx CT/NG/MG Auto
Assay de Bio-Rad.
**Más allá del corte: La muestra más allá del corte de la prueba de CT/NG de PCR del centro 2
se consideró débilmente positiva: se determinó que esta muestra de la población uretral estaba
más allá del corte para el CT con la prueba de CT/NG de PCR del centro 2 y positiva para CT
con el Dx CT/NG/MG Auto Assay de Bio-Rad.
58 [ES]Especificidad del diagnóstico
Las muestras (a), (b) y (c) fueron excluidas del cálculo de especificidad
porque estas muestras eran muestras positivas verdaderas. Se determinó
que las muestras (a) y (b) eran positivas verdaderas para CT con el ensayo
de confirmación de CT de PCR del centro 1, y se confirmó que la muestra
(c) era positiva para CT con las muestras endocervicales obtenidas mediante
hisopo asociadas.
La especificidad relativa del Dx CT/NG/MG Auto Assay con respecto a los
3 ensayos de PCR de referencia es 1049/1049 = 100% IC 95% [99,7% –
100%].
Sensibilidad al diagnóstico
La muestra (d) fue reproducible y se confirmó que era discrepante con la
prueba de CT/NG de PCR del centro 1. Asimismo, esta muestra estaba
asociada a una muestra endocervical obtenida mediante hisopo que se
determinó positiva con el Dx CT/NG/MG Auto Assay de Bio-Rad y el ensayo
de confirmación de CT de PCR del centro 1. Este paciente fue declarado
positivo auténtico.
La sensibilidad relativa del Dx CT/NG/MG Auto Assay con respecto a los 3
ensayos de PCR de referencia es 191/192 = 99,5% IC 95% [97,1% – 100%].
10.2.2 Resultados de Neisseria gonorrhoeae
Se analizaron 1255 muestras diferentes de los dos centros con el Dx CT/
NG/MG Auto Assay. Entre ellas, se sometieron a ensayo 825 muestras con
el ensayo de la prueba de CT/NG de PCR del centro 1, 311 con el primer
ensayo de la prueba de CT/NG de PCR del centro 2 y 119 con el segundo
ensayo de la prueba de CT/NG de PCR del centro 2. Las tres pruebas
comparativas del ensayo se declararon ensayos de referencia. 6 muestras
(3 endocervicales, 1 vaginal, 1 muestra de orina de primer chorro femenina
y 1 muestra anorectal masculina) fueron excluidas del cálculo porque el tubo
estaba vacío o tenía un volumen insuficiente.
59 [ES]Tabla 9: Resultados comparativos de NG
Prueba de NG de PCR de Prueba de NG de PCR de
referencia referencia
Fallida
Muestras Negativa Positiva o dudosa IC no Total
Dx NG Auto Dx NG Auto Dx NG Auto Dx NG Auto válido
negativo positivo negativo positivo
♀♀ vaginal recogida
138 0 0 1 2 141
por la paciente
♀♀ endocervical
obtenida mediante 358 0 0 2 1 361
hisopo
♀♀ vaginal 31 0 0 0 0 31
♀♀ vaginal /
endocervical obtenida 49 0 0 0 0 49
mediante hisopo
♀♀ orina de primer
245 0 1(d) 7 1 254
chorro
♀♀ anorectal 1 0 0 0 0 1
♀♀ no comunicada 9 0 0 0 0 9
♂♂ orina de primer
278 1(a) + 1(e) 0 31 0 311
chorro
♂♂ FCU después de
35 0 0 1 0 36
masaje prostático
♂♂ uretral 4 0 0 2 0 6
♂♂ anorectal 38 1(b) 1*(c) 9 1 50
Total 1186 3 2 53 5 1249
*Dudosa: la muestra dudosa se consideró positiva. Se determinó que esta muestra (d) de
población anorectal era dudosa para NG con la prueba de CT/NG de PCR del centro 1 y
negativa para NG con el Dx CT/NG/MG Auto Assay de Bio-Rad.
Especificidad del diagnóstico
3 samples were found discrepant between the Dx CT/NG/MG Auto Assay
and the reference assay:
• La muestra (a) no era reproducible con el Dx CT/NG/MG Auto Assay;
esta volvió a someterse a ensayo y se determinó que era negativa con
el ensayo de confirmación de NG de PCR del centro 1. Asimismo, se
determinó que el cultivo era negativo para gonococos.
60 [ES]• La muestra (b) fue reproduciblemente positiva cuando fue sometida de
nuevo a ensayo con el Dx CT/NG/MG Auto Assay y se confirmó que
era negativa después de volver a someterla a ensayo con el ensayo de
confirmación de NG de PCR del centro 1. El resultado del cultivo fue
negativo para gonococos. No se determinó que ninguna muestra fuera
positiva para las bacterias de meningococos durante la evaluación.
• La muestra (e) no fue reproducible con el Dx CT/NG/MG Auto Assay y
se determinó que era positiva tras volver a someterla a ensayo con el
ensayo de NG de PCR del centro 2. Esta muestra con un bajo índice
de N. gonorrhoeae estaba al límite de la detección para NG de PCR del
centro 2 y el Dx CT/NG/MG Auto Assay.
La especificidad relativa del Dx CT/NG/MG Auto Assay con respecto a los
3 ensayos de PCR de referencia es 1186/1189 = 99,8% IC 95% [99,3% –
100%].
Sensibilidad al diagnóstico
Se determinó que 2 muestras eran discrepantes entre el Dx CT/NG/MG Auto
Assay y el ensayo de referencia:
• La muestra (c) fue reproducible y se confirmó negativa, en discrepancia
con los resultados dudosos de NG de PCR del centro 1 (que se
confirmaron dudosos con el ensayo de NG de PCR del centro 1). El
resultado del cultivo fue negativo para gonococos. El resultado del Dx
CT/NG/MG Auto Assay concuerda con el del cultivo.
• La muestra (d) fue reproducible y se confirmó negativa, en discrepancia
con el primer resultado de NG de PCR del centro 2; sin embargo, se
determinó que era negativa al someterse de nuevo a ensayo con el
ensayo de NG de PCR del centro 2. Esta muestra con un bajo índice de
N. gonorrhoeae estaba al límite de la detección del ensayo de NG de PCR
del centro 2.
La sensibilidad relativa del Dx CT/NG/MG Auto Assay con respecto a los 3
ensayos de PCR de referencia es 53/55 = 96,4% IC 95% [87,5% – 99,6%].
10.2.3 Neisseria gonorrhoeae: Comparación con el cultivo
Se compararon un total de 533 muestras (201 de hombres y 332 de mujeres)
con los resultados obtenidos del cultivo de Neisseria gonorrhoeae.
61 [ES]Tabla 10: Resultados comparativos de NG con el cultivo
Cultivo NG Cultivo NG
Fallida
Muestras negativo positivo - IC no Total
Dx NG Auto Dx NG Auto Dx NG Auto Dx NG Auto válido
negativo positivo negativo positivo
♀♀ vaginal recogida
0 0 0 0 2 2
por la paciente
♀♀ endocervical
obtenida mediante 207 0 0 0 1 208
hisopo
♀♀ vaginal 1 0 0 0 0 1
♀♀ orina de primer
120 0 0 0 1 121
chorro
♀♀ anorectal 0 0 0 0 0 0
♂♂ orina de primer
112 1(a) 0 7 0 120
chorro
♂♂ FCU después de
36 0 0 0 0 36
masaje prostático
♂♂ uretral 1 0 0 1 0 2
♂♂ anorectal 33 1(b) 0 8 1 43
Total 510 2 0 16 5 533
Especificidad del diagnóstico
Se determinó que dos muestras discrepaban del cultivo (las muestras a y b)
y que estas también discrepaban con el ensayo de PCR de referencia (véase
la tabla discrepante de especificidad anterior).
La especificidad relativa del Dx CT/NG/MG Auto Assay con respecto al
cultivo es 510 / 512 = 99,6% IC 95% [98,6 -100%].
Sensibilidad al diagnóstico
Todas las muestras que se determinaron positivas en el Dx CT/NG/MG Auto
Assay también se determinaron positivas en el cultivo.
La sensibilidad relativa del Dx CT/NG/MG Auto Assay con respecto al cultivo
es 16 / 16 = 100 % IC 95% [79,4 - 100%].
10.2.4 Resultados del Mycoplasma genitalium
En los dos centros, se determinó que 35 muestras eran positivas para
Mycoplasma genitalium con el Dx CT/NG/MG Auto Assay de Bio-Rad: 21
muestras de 19 pacientes en el centro 1 y 14 muestras de 14 pacientes en el
centro 2. 2 muestras (1 endocervical, 1 vaginal) fueron excluidas del cálculo
porque el tubo estaba vacío o tenía un volumen insuficiente.
Un total de 36 muestras de estos 33 pacientes se enviaron al centro 3 para
someterlas a análisis con la prueba de PCR de MG TaqMan interna.
62 [ES]También puede leer
